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Percorso Formativo

INSEGNAMENTOSEMESTRECFUSSDLINGUA
119641 - PROGRAMMAZIONE

EMANUELE SANTINAMI

Primo Semestre 6INF/01ita

Obiettivi formativi

IPROGRAMMAZIONE
Il corso si propone di fornire concetti di base della programmazione nei linguaggi Python e R, nonchè dell’introduzione all’ambiente Linux, in cui tali linguaggi possono essere utilizzati per sviluppare programmi per l’analisi e la gestione di enormi moli di dati biologici.
La capacità di lavoro in ambiente Linux e di sviluppo di programmi in Python e R è considerata, nella comunità scientifica, un bagaglio indispensabile di conoscenze per:
• supportare lo studio e la ricerca nel campo delle scienze biomediche;
• affrontare e gestire l’analisi di enormi moli di dati biologici provenienti dalle attuali piattaforme sperimentali di tipo “High throughput”;
• acquisire gli strumenti per la modellazione dei big data biologici;
• acquisire competenze di calcolo HPC (High-Performance-Computing) per analisi di problemi biologici non risolvibili su risorse di calcolo standard.

RISULTATI DI APPRENDIMENTO ATTESI:
CONOSCENZA E CAPACITÀ DI COMPRENSIONE. Al termine dell’attività formativa lo studente sarà in grado di applicare le proprie conoscenze per progettare e sviluppare pipeline di analisi dei big data biologici in Python o in R in ambiente di calcolo linux sia su singolo nodo server sia su un cluster multinodo (HPC).
CAPACITÀ DI APPLICARE CONOSCENZA E COMPRENSIONE. Le conoscenze acquisite dagli studenti saranno utili per poter analizzare e manipolare i big data biologici allo scopo di comprendere e modellare i meccanismi molecolari contenuti nei dati stessi.
AUTONOMIA DI GIUDIZIO. Gli studenti dovranno essere in grado di interpretare criticamente i risultati ottenuti attraverso lo sviluppo e l’esecuzione dei programmi discussi a lezione, nonché scegliere il linguaggio di programmazione più adatto per perseguire un determinato obiettivo.
ABILITÀ COMUNICATIVE. Gli studenti dovranno avere la capacità di trasmettere le conoscenze acquisite in modo chiaro e comprensibile, ad esempio associando ad ogni programma sviluppato uno pseudo-codice, e dovranno dimostrare l’abilità di presentare i programmi ad utenti esterni attraverso della documentazione dettagliata.
CAPACITÀ DI APPRENDIMENTO. Gli studenti dovranno essere in grado di descrivere gli argomenti fondamentali della Programmazione, in forma orale. Tale abilità verrà sviluppata mediante il coinvolgimento attivo attraverso discussioni orali in aula ed esercitazioni svolte nell’aula informatica su temi specifici inerenti il corso.

Scheda Docente

Programma del corso

Introduzione al corso, architettura degli elaboratori, numeri in base binaria e esadecimale.
Python: Editor e console, variabili numeriche, stringhe, operatori logici, if/else, input dell'utente, liste, ciclo for, ciclo while, librerie, array, generazione di numeri casuali, plot grafici, funzioni, input/output files, elementi di Machine Learning.
Elementi di programmazione in R, terminale Linux, programmazione HPC.

Diario delle lezioni:
23/09/24: Introduzione al corso, architettura degli elaboratori.
24/09/24: Numeri in base binaria e esadecimale.
30/09/24: Python: Editor e console, variabili numeriche, stringhe, operatori logici, if/else, input dell'utente
1/10/24: Esercitazione
7/10/24: Correzione esercizi; Python: liste, ciclo for, ciclo while
8/10/24: Esercitazione
14/10/24: Python: Bubblesort; Esercitazione
15/10/24: Esercitazione
21/10/24: Python: Librerie, array, generazione di numeri casuali
22/10/24: Esercitazione
28/10/24: Correzione esercizi
29/10/24: Esercitazione su esercizi tipo esonero
4/11/24: Simulazione di esonero
5/11/24: Correzione della simulazione
18/11/24: Python: Funzioni e grafici
19/11/24: Esonero 1

Modalità Esame

L'esame scritto consiste nella scrittura di un programma in Python su carta e penna, in due ore di tempo.
Segue un breve colloquio dove si accertano le competenze e si discute della prova.

Testi adottati

Slides del corso e materiale aggiuntivo fornito a lezione. Tutto il materiale viene caricato sul Drive e nella Classroom del corso.
Per essere aggiunti comunicare la propria mail istituzionale a emanuele.santinami@unitus.it

Modalità di frequenza

Lezioni frontali ed esercitazioni guidate. Possibilità di completare due esoneri che valgono come un esame scritto. La frequenza non è obbligatoria ma è fortemente consigliata.

Bibliografia

Slides del corso e materiale aggiuntivo fornito a lezione.

17461 - PROTEOMICA E METABOLOMICA

ANNA MARIA TIMPERIO

Primo Semestre 6BIO/11ITA

Obiettivi formativi

Il corso intende fornire le basi teoriche della proteomica, dell’interattomica e della matabolomica quali discipline scientifiche rilevanti capaci di fornire utili informazioni strutturali e dinamiche riguardo al proteoma e al metaboloma. Il corso introdurrà gli studenti ai principi e agli approcci sperimentali, gli obiettivi formativi verranno raggiunti presentando agli studenti lo stato dell'innovazione nel settore specifico con una sostanziale presenza nei laboratori. Particolare attenzione sarà dedicata allo studio delle tecniche di spettrometria di massa per l’identificazione delle proteine, metaboliti e delle alterazioni dell’espressione proteica, consentendo pertanto di poter far luce sulla complessità biologica di un tessuto allo scopo di differenziare/identificare uno stato patologico da quello fisiologico.
RISULTATI DI APPRENDIMENTO ATTESI
1) Conoscenza e capacità di comprensione. Lo studente dovrà sviluppare la conoscenza dei principi di proteomica e di metabolomica indispensabili per le analisi sperimentali e l'interpretazione dei risultati nel campo delle discipline biochimiche e biologiche molecolari.
2) Conoscenza e capacità di comprensione applicata. Lo studente verrà inoltre introdotto alla conoscenza delle principali classi di piccole molecole biologiche e metaboliti ed apprenderà le vie metaboliche di base attraverso cui queste molecole vengono degradate e sintetizzate. Avrà conoscenza dei principali metodi si separazione (2Dgel, HPLC) on line con spettrometri di massa ORBITRAP-MS\MS e avrà modo di utilizzare programmi bioinformatici per l’analisi dei dati, quali database di metaboliti e di sequenze per l'identificazione di proteine.
3) Autonomia di giudizio. Gli studenti saranno in grado di effettuare autonomamente osservazioni ed esperimenti nel settore della proteomica o metabolomica, inoltre avranno capacità di ragionamento critico e di valutazione dei dati per razionalizzarli in un modello interpretativo.
4) Abilità comunicative. Gli studenti saranno in grado di lavorare in gruppo e di comunicare in modo chiaro le proprie conoscenze o i risultati della propria ricerca.
5) Capacità di apprendere. Gli studenti dovranno apprendere in modo autonomo attingendo a testi avanzati in lingua italiana ed inglese che saranno forniti durante l'anno inoltre saranno in grado di eseguire ricerche bibliografiche anche di livello avanzato, selezionando gli argomenti rilevanti di proteomica e metabolomica.

Scheda Docente

Programma del corso

PROGRAMMA

PROTEOMICA E METABOLOMICA
PROTEOMICA:
Che cos'è la proteomica?
Relazione tra la proteomica e le altre scienze post-genomiche
Preparazione del campione per l'analisi dell'espressione proteica
Analisi dell’espressione proteica mediante tecniche elettroforetiche
Analisi dell’espressione proteica mediante tecniche cromatografiche
Analisi quantitativa dell'espressione proteica
Statistica: Programmi e siti web per l’identificazione delle proteine
Frazionamento subcellulare
Immunoprecipitazione
Modifiche post-traduzionali
Le tecniche utilizzate in proteomica:
Elettroforesi bidimensionale
Elettroforesi differenziale: DIGE
Cromatografia di peptidi e proteine
Spettrometria di massa
Distribuzione topografica delle proteine: MALDI imaging
L’impronta digitale: MALDI profiling
L'impronta chimica: Metabolomica
METABOLOMICA
Definizione di metabolomica
Workflow
Untargeted metabolomica
Preparazione del campione e metodi di indagine
Analisi dei dati utilizzando “MAVEN”
Targeted metabolomica
Lipidomica: preparazione del campione
Anaisi dei dati utilizzando “Lipid search”

Titolare del corso:
Anna Maria Timperio

Modalità Esame

L’esame prevede la presentazione in ppt di un studio scientifico al quale è possibile applicare una tecnica omica studiata e l’esame orale. L’obiettivo della prova d’esame orale consiste nel verificare il livello di conoscenza ed approfondimento degli argomenti del programma del corso e la capacità di ragionamento sviluppata dallo studente nell’ affrontare tematiche relative alla diagnostica molecolare. Dopo la presentazione del ppt dalla durata di 10 minuti circa, allo studente vengono presentate dai docenti cinque domande; e per ottenere la sufficienza è necessario rispondere in maniera esauriente almeno a tre domande. Per ogni domanda vengono attribuiti 6/30. La prova orale si potrebbe anche concludere alla prima domanda, nel caso la commissione verifichi una grave carenza su argomenti fondamentali del corso. La valutazione complessiva viene espressa in trentesimi (voto minimo 18). La valutazione del ppt conferisce idoneità/non idoneità all'esame orale.

Testi adottati

Le diapositive in power point mostrate a lezione dal docente verranno fornite in formato PDF.
I libri o gli articoli in rivista da cui sono tratti alcuni argomenti specifici verranno indicati dal docente nel corso della lezione.
T. Ajberio, M. Fasano, P. Roncada "PROTEOMICA" EdiSES; I. Lavagnini, F. Magno, R. Seraglia e P. Traldi "Quantitative Applications of Mass Spectrometry (English Edition)" WILEY.

Modalità di svolgimento

Il corso è organizzato con lezioni in aula sugli argomenti del programma e con esercitazioni guidate in laboratorio. In particolare sono previste 48 ore complessive (6 CFU) di cui 24 ore di lezione frontale e 24 ore di esercitazioni pratiche. Le lezioni si svolgono settimanalmente in aula mediante l’utilizzo di diapositive su power-point, navigazione in tempo reale di siti web e relative banche dati disponibili online. Per i laboratori gli studenti vengono divisi in gruppi con numerosità in base alle iscrizioni e ognuno lavorerà in maniera indipendente. I laboratori in questione saranno quello di esercitazioni biochimiche interdipartimentale e quello di spettrometria di massa di cui è responsabile la sottoscritta

Modalità di frequenza

La frequenza alle lezioni non è obbligatoria, ma fortemente consigliata

Bibliografia

per approfondimenti relativi alla spettrometria di massa si consiglia il seguente testo;T. Ajberio, M. Fasano, P. Roncada "PROTEOMICA" EdiSES; I. Lavagnini, F. Magno, R. Seraglia e P. Traldi "Quantitative Applications of Mass Spectrometry (English Edition)" WILEY.

119643 - BIOCHIMICA CELLULARE E TECNICHE BIOMOLECOLARI - 12- -

Obiettivi formativi

Nel dettaglio, per il MODULO B gli obiettivi riguardano:
Trasferire agli studenti competenze specifiche per la manipolazione di acidi nucleici e proteine e la relativa analisi (tecniche di mutagenesi e genome editing), per l'analisi dei livelli di espressione genica (qPCR, microarrays, trascrittomica differenziale) e della regolazione dell’espressione dei geni (studio delle modifiche epigenetiche e delle interazioni proteina-DNA), per lo studio dei pathways metabolici mediante l’analisi delle interazioni proteina-proteina. Saranno inoltre illustrati gli avanzamenti nel campo del sequenziamento di interi genomi e l’applicazione delle tecniche biomolecolari in ambito medico-diagnostico. Verranno utilizzati tools bioinformatici per predizioni in silico di interazione fra biomolecole, o come complementari per l’utilizzo delle tecniche trattate (per preparazioni di input o analisi di output). Sono infine previste esercitazioni di laboratorio riguardanti tecniche per lo studio di acidi nucleici e proteine.

RISULTATI DI APPRENDIMENTO ATTESI:
1) Conoscenza e capacità di comprensione: Al termine del corso gli studenti dovranno aver acquisito una conoscenza approfondita dei principi alla base delle tecniche biomolecolari impiegate nel campo della ricerca di base e nelle indagini medico-diagnostiche; conosceranno approfonditamente le tecniche molecolari e avanzate e i relativi tools bioinformatici di supporto ad esse; conosceranno l’importanza della validazione statistica dei risultati di un esperimento e dei controlli che rendono un esperimento scientificamente affidabile.
2) Conoscenza e capacità di comprensione applicate: Al termine del corso gli studenti saranno in grado di utilizzare le conoscenze acquisite per valutare ed interpretare i risultati di un esperimento, individuarne le criticità e ottimizzarlo valutando il possibile impatto delle variazioni dei parametri in gioco; saranno in grado di orientarsi fra le principali metodologie qualitative e quantitative, per selezionare quella più idonea allo studio del problema biologico in esame; sapranno svolgere a livello pratico gli esperimenti affrontati durante le esercitazioni.
3) Autonomia di giudizio: Gli studenti dovranno essere in grado di interpretare e discutere i lavori scientifici presentati durante il corso ed essere in grado di progettare ed esprimere nuove proteine con caratteristiche differenti. Gli studenti dovranno acquisire la capacità di comprendere e discutere criticamente i risultati sperimentali ottenuti in laboratorio ed utilizzarli come base di partenza per la pianificazione degli esperimenti successivi.
4) Abilità comunicative: Gli studenti dovranno avere la capacità di trasmettere le conoscenze acquisite in modo chiaro e comprensibile, anche a persone non competenti, e dovranno dimostrare l’abilità di presentare l’informazione anche con schemi e formule.
5) Capacità di apprendere: Gli studenti dovranno essere in grado di descrivere temi scientifici inerenti il corso. Tale abilità verrà sviluppata mediante il coinvolgimento attivo degli studenti attraverso discussioni orali in aula ed esperienze pratiche durante le ore dedicate alle esercitazioni pratiche.

BIOCHIMICA CELLULARE

CARLA CARUSO

Primo Semestre6BIO/10ita

Obiettivi formativi

L’insegnamento di BIOCHIMICA CELLULARE (MODULO A) E TECNICHE BIOMOLECOLARI (MODULO B) intende fornire agli studenti (i) conoscenze teoriche nell’ambito della biochimica cellulare, approfondendo i meccanismi che regolano il ciclo cellulare negli eucarioti, (ii) conoscenze teorico-pratiche in ingegneria proteica e conoscenze teorico-pratiche nell’ambito delle principali tecniche di biochimica e biologia molecolare applicate allo studio di geni e genomi, proteine e proteomi. Verranno affrontati approcci sperimentali, avvalendosi anche del supporto della bioinformatica, per affrontare temi complessi della biochimica e della biologia molecolare.
Nel dettaglio, per il MODULO A gli obiettivi riguardano:
1) approfondimento dei meccanismi biochimici e molecolari del controllo del ciclo cellulare negli eucarioti con particolare riguardo agli approcci sperimentali utilizzati per la sua delucidazione;
2) trasferire agli studenti elementi di ingegneria proteica che consentano la progettazione in silico di proteine ricombinanti attraverso tools bioinformatici, e in seguito, la loro espressione e purificazione utilizzando sia organismi procariotici che eucariotici. Questa ultima parte del corso prevede esercitazioni in laboratorio riguardanti il clonaggio di un gene eucariotico e la sua espressione in batteri.

RISULTATI DI APPRENDIMENTO ATTESI
1) Conoscenza e capacità di comprensione: Al termine del corso gli studenti dovranno avere una conoscenza approfondita delle basi biochimiche e molecolari del controllo del ciclo cellulare negli eucarioti. Inoltre avranno appreso le tecniche principali sia in silico che sperimentali per la progettazione ed espressione di proteine ricombinanti in sistemi eterologhi. In generale avranno sviluppato la capacità di comprendere gli approcci sperimentali fondamentali per il conseguimento delle conoscenze.
2) Conoscenza e capacità di comprensione applicate: Al termine del corso gli studenti saranno stimolati ad utilizzare le conoscenze acquisite per la loro applicazione a problemi specifici, come la progettazione di nuove proteine con attività potenziata e/o più selettiva da utilizzare in vari campi di interesse (biomedico, agroalimentare etc.); saranno in grado di mettere in pratica le conoscenze acquisite per eseguire gli esperimenti pianificati durante le esercitazioni pratiche.

3) Autonomia di giudizio: Gli studenti dovranno essere in grado di interpretare e discutere i lavori scientifici presentati durante il corso ed essere in grado di progettare ed esprimere nuove proteine con caratteristiche differenti. Gli studenti dovranno acquisire la capacità di comprendere e discutere criticamente i risultati sperimentali ottenuti in laboratorio ed utilizzarli come base di partenza per la pianificazione degli esperimenti successivi.
4) Abilità comunicative: Durante le lezioni gli studenti saranno stimolati alla discussione e al confronto delle opinioni per sviluppare anche le loro abilità comunicative che saranno verificate in occasione delle prove di verifica in itinere e degli esami al termine delle attività formative.
5) Capacità di apprendere: Gli studenti dovranno essere in grado di descrivere temi scientifici inerenti il corso. Tale abilità verrà sviluppata mediante il coinvolgimento attivo degli studenti attraverso discussioni orali in aula ed esperienze pratiche durante le ore dedicate alle esercitazioni pratiche.

Scheda Docente

Programma del corso

Modulo A
Il Ciclo Cellulare (3 CFU)
Strategia generale e fasi del ciclo cellulare: M, G1(G0), S e G2.
Sistemi sperimentali per lo studio del ciclo cellulare: uova di Xenopus leavis, cellule di mammifero e lieviti.
Regolazione MPF e SPF: cicline mitotiche e G1.
Cdks e cicline nel ciclo cellulare dei mammiferi.
Punti di controllo del ciclo cellulare.
Retinoblastoma ereditario e spontaneo e ruolo di Rb nella regolazione del ciclo cellulare.
DNA danneggiato da UV e ruolo di p53.
Oncogeni e oncoproteine

Elementi di Ingegneria proteica (2 CFU)
Espressione di proteine ricombinanti nei sistemi procariotici: principi ed applicazioni
Espressione di proteine ricombinanti nei sistemi eucariotici:
-Espressione in Saccharomyces cerevisiae e Pichia pastoris;
-Espressione in piante.

Esercitazioni (1 CFU)
• Digestione del plasmide pGEM-HEL e purificazione di HEL da gel di agarosio;
• Quantificazione del gene HEL e subclonaggio nel vettore di espressione pGEX-4T;
• Trasformazione di cellule competenti BL-21 con il plasmide GST-HEL;
• Espressione della proteina ricombinante di fusione GST-HEL e analisi mediante SDS-PAGE della proteina ricombinante.

Modalità Esame

Modulo A
L'esame finale è una prova orale eventualmente integrata da una presentazione power point. Le domande saranno volte a verificare la capacità di conoscenza e collegamento tra i contenuti del corso. Il voto finale corrisponderà alla capacità e lucidità espositiva, nonché alla padronanza dei contenuti.

Testi adottati

Modulo A

LIBRI DI TESTO CONSIGLIATI
Ciclo cellulare
Capitoli selezionati dai seguenti libri:
Murray A & Hunt T, The cell cycle, an introduction, Oxford University Press, New York.
Alberts B, Johnson A, Lewis J, Morgan D, Raff M, Roberts K & Walter P, Biologia Molecolare della Cellula, Zanichelli, 2016 (VI Edizione)
Harvey Lodish, A Berk, C.A. Kaiser, M. Krieger, M.P. Scott, A. Bretscher, P. Ploegh, Paul Matsudaira Biologia Molecolare della Cellula, Zanichelli, 2009 (III edizione)

Elementi di Ingegneria proteica
Capitoli selezionati dai seguenti libri:
Glick & Pasternak, Biotecnologia Molecolare, Zanichelli
Primrose, Twyman & Old, Ingegneria Genetica, Zanichelli
Watson, Caudy, Myers & Witkowski, DNA Ricombinante, Zanichelli 2008 (II Edizione)
Brown, Biotecnologie molecolari, Zanichelli 2007

Il materiale didattico sarà disponibile sulla piattaforma Moodle

Gli studenti non frequentanti sono incoraggiati a contattare il docente per avere informazioni sul programma, sui materiali didattici e sulle modalità di valutazione del profitto.

Modalità di svolgimento

Modulo A
Lezioni frontali in aula ed eventualmente diretta streaming (via ZOOM) supportate da presentazioni in PowerPoint con figure, schemi di processo e video. Per tale attività sono previste 40 ore. Sono previste anche esercitazioni in laboratorio didattico che metteranno gli studenti in condizione di clonare un gene eucariotico in vettori di clonaggio, di trasferirlo in vettori di espressione e di produrre la proteina ricombinante. Per garantire una migliore fruibilità delle esercitazioni gli studenti saranno suddivisi in piccoli gruppi e, durante le attività pratiche, saranno seguiti dal docente e da un cultore della materia con funzione di esercitatore. Per questa attività sono previste 8 ore.

Modalità di frequenza

Modulo A
Non obbligatoria, ma fortemente consigliata

Bibliografia

Articoli scientifici che verranno forniti durante le lezioni

TECNICHE BIOMOLECOLARI

SILVIA PROIETTI

Primo Semestre6BIO/10ita

Obiettivi formativi

Nel dettaglio, per il MODULO B gli obiettivi riguardano:
Trasferire agli studenti competenze specifiche per la manipolazione di acidi nucleici e proteine e la relativa analisi (tecniche di mutagenesi e genome editing), per l'analisi dei livelli di espressione genica (qPCR, microarrays, trascrittomica differenziale) e della regolazione dell’espressione dei geni (studio delle modifiche epigenetiche e delle interazioni proteina-DNA), per lo studio dei pathways metabolici mediante l’analisi delle interazioni proteina-proteina. Saranno inoltre illustrati gli avanzamenti nel campo del sequenziamento di interi genomi e l’applicazione delle tecniche biomolecolari in ambito medico-diagnostico. Verranno utilizzati tools bioinformatici per predizioni in silico di interazione fra biomolecole, o come complementari per l’utilizzo delle tecniche trattate (per preparazioni di input o analisi di output). Sono infine previste esercitazioni di laboratorio riguardanti tecniche per lo studio di acidi nucleici e proteine.

RISULTATI DI APPRENDIMENTO ATTESI:
1) Conoscenza e capacità di comprensione: Al termine del corso gli studenti dovranno aver acquisito una conoscenza approfondita dei principi alla base delle tecniche biomolecolari impiegate nel campo della ricerca di base e nelle indagini medico-diagnostiche; conosceranno approfonditamente le tecniche molecolari e avanzate e i relativi tools bioinformatici di supporto ad esse; conosceranno l’importanza della validazione statistica dei risultati di un esperimento e dei controlli che rendono un esperimento scientificamente affidabile.
2) Conoscenza e capacità di comprensione applicate: Al termine del corso gli studenti saranno in grado di utilizzare le conoscenze acquisite per valutare ed interpretare i risultati di un esperimento, individuarne le criticità e ottimizzarlo valutando il possibile impatto delle variazioni dei parametri in gioco; saranno in grado di orientarsi fra le principali metodologie qualitative e quantitative, per selezionare quella più idonea allo studio del problema biologico in esame; sapranno svolgere a livello pratico gli esperimenti affrontati durante le esercitazioni.
3) Autonomia di giudizio: Gli studenti dovranno essere in grado di interpretare e discutere i lavori scientifici presentati durante il corso ed essere in grado di progettare ed esprimere nuove proteine con caratteristiche differenti. Gli studenti dovranno acquisire la capacità di comprendere e discutere criticamente i risultati sperimentali ottenuti in laboratorio ed utilizzarli come base di partenza per la pianificazione degli esperimenti successivi.
4) Abilità comunicative: Gli studenti dovranno avere la capacità di trasmettere le conoscenze acquisite in modo chiaro e comprensibile, anche a persone non competenti, e dovranno dimostrare l’abilità di presentare l’informazione anche con schemi e formule.
5) Capacità di apprendere: Gli studenti dovranno essere in grado di descrivere temi scientifici inerenti il corso. Tale abilità verrà sviluppata mediante il coinvolgimento attivo degli studenti attraverso discussioni orali in aula ed esperienze pratiche durante le ore dedicate alle esercitazioni pratiche.

Scheda Docente

Programma del corso

Parte Teorica (32 ore)
Manipolazione acidi nucleici e proteine e relativa analisi:
Isolamento di DNA, RNA e proteine da campioni biologici; esempi ed applicazioni.
Tecniche per l'analisi dell'espressione genica:
Real-time PCR. Microarrays- analisi dati ed applicazioni. RNA-Seq.
Analisi delle interazioni proteina-proteina:
Far-Western, Pull-down, yeast-two/three hybrid assay, Co-Immunoprecipitazione, Tandem Affinity Purification (TAP) system, Phage Display, Bimolecular Fluorescent Complementation (BiFC), FRET.
Analisi delle interazioni DNA/RNA-proteina:
Saggio di immunoprecipitazione della cromatina (ChIP e ChIP-on-chip). EMSA. Southwestern. PiCh. Yeast-three hybrid assay.
Metodi per lo studio delle modifiche epigenetiche:
Analisi della metilazione del DNA mediante Methylation-Sensitive Amplification Polymorphism (MSAP), Bisulfite (non methylation)-specific PCR e Methylation-specific PCR (MSP). ATAC-Seq. Analisi delle modifiche istoniche mediante ChIP.
Tecniche di mutagenesi e genome editing:
Metodi di mutagenesi sito-specifica, CRISPR-Cas9 System.
Applicazioni della PCR in campo diagnostico.
Next Generation Sequencing: piattaforme per il sequenziamento di seconda e terza generazione.
Durante il corso verranno utilizzati tools bioinformatici per predizioni in silico di interazione fra biomolecole, o come complementari per l’utilizzo delle tecniche trattate (per preparazioni di input o analisi di output)

Parte Pratica (16 ore)
Estrazione di RNA totale, RT-qPCR. Estrazione di DNA genomico. Analisi metilazione DNA. Estrazione proteine totali e saggi di interazione proteina-proteina.

Modalità Esame

Prova orale con domande sugli argomenti del corso e discussione di un lavoro scientifico scelto dallo studente.L'esame si svolge nelle forme stabilite dal Regolamento Didattico di Ateneo. L'esame è orale ed è volto a valutare le capacità raggiunte dallo studente in relazione alla conoscenza e comprensione delle basi teoriche e delle applicazioni in campo biologico delle diverse metodologie preparative e analitiche trattate durante le parte teorica del corso. Nella valutazione della prova e nell'attribuzione del voto finale si terrà anche conto della capacità di analisi, di sintesi, della padronanza di espressione e della capacità di fare collegamenti fra i vari argomenti trattati. Dello svolgimento dell'esame viene redatto apposito verbale, sottoscritto dal Presidente, dai membri della commissione e dallo studente esaminato. Il voto è espresso in trentesimi, con eventuale lode. Il superamento dell'esame presuppone il conferimento di un voto non inferiore ai diciotto/trentesimi e comporta l'attribuzione dei corrispondenti crediti formativi universitari.

Testi adottati

Amaldi F, Benedetti P, Pesole G, Plevani P. Tecniche e metodi per la biologia molecolare, ed 2020, Zanichelli.
Brown T.A. Biotecnologie molecolari, principi e tecniche. Seconda ed., 2017, Zanichelli.
Lesk A.M. Introduzione alla Genomica. Prima ed., 2009, Zanichelli.

Slides illustrate a lezione e disponibili sulla piattaforma didattica. Per le attività pratiche vengono fornite dispense dal docente.
Gli studenti non frequentanti sono incoraggiati a contattare il docente per avere informazioni sul programma, sui materiali didattici e sulle modalità di valutazione del profitto.

Modalità di svolgimento

L’insegnamento nella sua totalità prevede lezioni frontali in aula (32 ore) e attività di laboratorio (16 ore) volte all’approfondimento pratico delle nozioni impartite.
Le lezioni frontali sono realizzate con il supporto di presentazioni ppt con illustrazioni grafiche, foto, e video.
Per garantire una migliore fruibilità delle esercitazioni gli studenti saranno suddivisi in piccoli gruppi e, durante le attività pratiche, saranno seguiti dal docente e da un suo assistente.

Modalità di frequenza

Frequenza facoltativa, ma è vivamente consigliato agli studenti di seguire le attività pratiche di laboratorio.

Bibliografia

Articoli scientifici saranno forniti dal docente e sono disponibili nella piattaforma didattica.

119000 - LINGUA INGLESE B2

FELICETTA RIPA

Primo Semestre 6ita

Obiettivi formativi

Il corso di lingua inglese si pone l'obiettivo di far familiarizzare gli studenti con le tecniche di scrittura in lingua inglese che presentano delle differenze rispettano allo scrivere in italiano e consentire quindi anche la produzione di documenti e/o saggi brevi utili al loro corso di studi. Il corso, quindi, si concentra su due delle quattro abilità linguistiche - writing and reading - senza tuttavia dimenticare listening and speaking. Per realizzare questi obiettivi, le lezioni sono condotte esclusivamente in lingua inglese. Ed è per tale ragione che le basi grammaticali della lingua e i suoi aspetti fonologici non vengono trascurati ma vengono analizzati ogni qual volta se ne presenti la necessità. L'obiettivo finale è il raggiungimento del livello B2 del Common European Framework of Reference (CEFR), adottato dal Consiglio di Europa.
RISULTATI DI APPRENDIMENTO ATTESI:
“Conoscenza e capacità di comprensione”: il discente è in grado di conoscere e comprendere gli argomenti esposti relativi alla sintassi e al lessico della lingua inglese per un livello B2, che riguardano le strutture da utilizzare per descrizioni e presentazioni dettagliate su temi relativi al suo campo di interessi, personali e di studio. È in grado, inoltre, di comprendere i punti salienti, ma anche i dettagli di argomenti che riguardano una vasta gamma di tematiche facenti parte del suo campo di interesse.
“Conoscenze applicate e capacità di comprensione”: il discente è in grado di comunicare in modo chiaro e metodico sottolineando i punti salienti e gli elementi pertinenti per giustificare il suo discorso. È in grado di utilizzare strutture linguistiche in modo spontaneo e naturale per rispondere ad eventuali obiezioni dei suoi interlocutori
“Autonomia di giudizio”: il discente è in grado di approfondire autonomamente, attraverso le tecnologie dell’informazione e della comunicazione, quanto imparato relativamente agli aspetti particolari dell’uso della lingua riguardanti non soltanto il suo preciso ambito di studi, ma una ampia gamma di tematiche.
“Comunicazione”: il discente ha acquisito la capacità di produrre dei testi argomentativi in modo metodico, sottolineando i punti importanti e i dettagli pertinenti che appoggiano la sua argomentazione. Sa valutare idee diverse e sa proporre soluzioni a diversi problemi.
“Capacità di apprendere”: Il discente è in grado gestire autonomamente il proprio apprendimento, ricercare esempi e materiali che appoggino le sue idee e argomentazioni.

Scheda Docente

Programma del corso

Il corso di inglese livello B2 per studenti di Nutrizione e Bioinformatica si propone di sviluppare competenze linguistiche avanzate, focalizzate su contesti accademici e professionali. Il corso si pone l’obiettivo di consentire agli studenti di:
Comunicare efficacemente in contesti accademici e professionali: Utilizzare il linguaggio tecnico e scientifico pertinente ai campi di studio, partecipando attivamente a discussioni, presentazioni e conferenze in lingua inglese.
Leggere e comprendere articoli scientifici: Interpretare e analizzare articoli accademici e testi scientifici in inglese, con particolare attenzione a studi riguardanti l'alimentazione, la genomica, e l'uso della bioinformatica nella ricerca nutrizionale.
Scrivere testi accademici: Redigere relazioni, articoli e abstract scientifici in inglese, applicando le convenzioni accademiche e utilizzando un vocabolario specialistico adeguato.
Espandere il vocabolario tecnico: Acquisire un lessico specifico nei settori della nutrizione e bioinformatica.
Comprendere e partecipare a presentazioni e lezioni in inglese: Seguire conferenze, lezioni e seminari in inglese sulle tematiche di studio, migliorando la capacità di comprendere terminologia scientifica complessa e interagire con esperti internazionali.
Collaborare in gruppi di lavoro internazionali: Sviluppare abilità di lavoro di squadra in un contesto internazionale, partecipando a progetti e discussioni in inglese.
Sviluppare capacità critiche e analitiche: Rafforzare la capacità di analizzare criticamente articoli e dati scientifici, esprimendo opinioni e argomentazioni in maniera chiara e strutturata, sia oralmente che per iscritto.
Affrontare esami e certificazioni internazionali: Prepararsi a sostenere esami di certificazione internazionale di lingua inglese a livello B2 (come il Cambridge English First o IELTS), con particolare attenzione alle competenze richieste nel settore scientifico.

Modalità Esame

Gli studenti dovranno sostenere un test scritto sulla tematica del corso e dovranno anche fare una presentazione su un argomento a scelta.

Testi adottati

Non vierrà adottato nessun testo specifico ma il docente fornirà del material che verrà poi caricato su Moodle

Modalità di frequenza

La frequenza non è obbligatoria ma consigliata.

Bibliografia

Non vierrà adottato nessun testo specifico ma il docente fornirà del material che verrà poi caricato su Moodle

119644 - BIOINFORMATICA I

TIZIANA CASTRIGNANO

Secondo Semestre 6BIO/11ita

Obiettivi formativi


Il corso ha come finalità quella di introdurre e formare gli studenti in diversi settori della Bioinformatica, con particolare attenzione alla conoscenza di tools innovativi utilizzati a supporto di indagini in ambito biologico.
In dettaglio, gli obiettivi formativi riguardano:
1) Conoscenze di base sulle banche dati biologiche
2) Interrogazione di banche dati biologiche in maniera programmatica (esempi di interrogazione programmatica delle diverse banche dati dell’NCBI, https://www.ncbi.nlm.nih.gov/guide/all/, attraverso l’uso di API- application programming interface).
3) Algoritmi di allineamento a coppie di sequenze nucleotidiche e amminoacidiche;
4) Matrici di sostituzione;
5) Algoritmi euristici di allineamento locale di sequenze contro banche dati di sequenze.
6) Algoritmi di allineamento multiplo di sequenze
7) Metodi per la costruzione di alberi filogenetici
8) Algoritmi di predizione della struttura dell'RNA
9) Algoritmi di predizione di struttura secondaria delle proteine
10) Metodi per il confronto tra strutture di proteine
11) Algoritmi classici per la predizione del folding delle proteine
12) Algoritmi per la predizione del folding delle proteine, basati sul machine learning

RISULTATI DI APPRENDIMENTO ATTESI:
CONOSCENZA E CAPACITÀ DI COMPRENSIONE. Gli studenti dovranno mostrare di aver appreso argomenti di bioinformatica previsti dal corso, ovvero: acquisizione dei principi base di bioinformatica, di come vengono progettate, gestite e popolate le banche dati biologiche, di come vengono effettuate ricerche di similarità di sequenza e allineamenti di sequenze singole o multiple, come si eseguono analisi evolutive di dati di sequenze mediante allineamenti multipli e costruzione di alberi filogenetici, come si eseguono predizioni di struttura secondaria e terziaria delle proteine.
CAPACITÀ DI APPLICARE CONOSCENZA E COMPRENSIONE. Gli studenti dovranno avere una comprensione degli approcci computazionali discussi a lezione tale da essere in grado di applicare gli stessi a problemi biologici specifici.
AUTONOMIA DI GIUDIZIO. Gli studenti dovranno essere in grado di interpretare criticamente i risultati ottenuti attraverso i tools bioinformatici discussi a lezione, nonché scegliere quelli più adatti per arrivare ad un determinato obiettivo.
ABILITÀ COMUNICATIVE. Gli studenti dovranno avere la capacità di trasmettere le conoscenze acquisite in modo chiaro e comprensibile, anche a persone non competenti, e dovranno dimostrare l’abilità di presentare l’informazione acquisita.
CAPACITÀ DI APPRENDIMENTO. Gli studenti dovranno essere in grado di descrivere i vari argomenti della Bioinformatica, in forma orale. Tale abilità verrà sviluppata mediante il coinvolgimento attivo attraverso discussioni orali in aula ed esercitazioni svolte nell’aula informatica su temi specifici inerenti il corso.

Scheda Docente

Programma del corso

Introduzione alle banche dati biologiche primarie e secondarie. Algoritmi di allineamento a coppie di sequenze nucleotidiche e amminoacidiche. Algoritmi euristici di allineamento locale di sequenze contro banche dati di sequenze. Algoritmi per l’allineamento multiplo di sequenze. Metodi bioinformatici per la predizione della struttura dell'RNA. Metodi per la costruzione di alberi filogenetici. Metodi bioinformatici per l’analisi di sequenze proteiche. Algoritmi di predizione della struttura secondaria e del folding delle proteine basati sul machine learning. Metodi per il confronto tra strutture di proteine. Analisi delle interazioni proteiche.

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Modalità Esame

Esame orale su argomenti trattati durante il corso e prova pratica al calcolatore.

Testi adottati

Manuela Helmer Citterich Fabrizio Ferrè Giulio Pavesi Graziano Pesole Chiara Romualdi
Fondamenti di bioinformatica
2018

Stefano Pascarella Alessandro Paiardini
Bioinformatica
Dalla sequenza alla struttura delle proteine
2011

Modalità di svolgimento

Lezione Frontali 32 ore erogate in presenza
Esercitazioni pratiche 16 ore erogate in presenza

Modalità di frequenza

Lezione Frontali 32 ore erogate in presenza
Esercitazioni pratiche 16 ore erogate in presenza

La frequenza del corso non è obbligatoria ma considerato il forte carattere applicativo dei contenuti è fortemente consigliata

Bibliografia

Manuela Helmer Citterich Fabrizio Ferrè Giulio Pavesi Graziano Pesole Chiara Romualdi
Fondamenti di bioinformatica
2018

Stefano Pascarella Alessandro Paiardini
Bioinformatica
Dalla sequenza alla struttura delle proteine
2011

119645 - BIOLOGIA APPLICATA

MARIA LUISA VANNUCCINI

Secondo Semestre 6BIO/13ita

Obiettivi formativi

L'insegnamento è mirato a fornire agli studenti conoscenze teoriche e pratiche sulle principali metodologie utilizzate in un laboratorio di biologia (centrifugazione, metodi spettrofotometrici e spettrofluorimetrici, microscopia, analisi istochimiche e immunoistochimiche). L’insegnamento permetterà inoltre agli studenti di conoscere le principali classi di contaminanti ambientali in termini di caratteristiche chimico/fisiche, distribuzione in matrici ambientali, bioaccumulo, biodisponibilità e biomagnificazione; di conoscere e comprendere i meccanismi fisiologici alla base della biotrasformazione dei principali contaminanti ambientali. Gli studenti impareranno ad utilizzare i principali saggi di tossicità ai fini della caratterizzazione della qualità delle diverse matrici ambientali, inclusi suoli, sedimenti e acque. Inoltre apprenderanno il significato dell’utilizzo degli organismi bioindicatori e dei biomarker.
Infine lo studente sarà in grado di preparare e gestire un dataset per l’analisi dei dati sperimentali.


RISULTATI DI APPRENDIMENTO ATTESI
1. Conoscenza e capacità di comprensione. Lo studente sarà quindi in grado di applicare i principali saggi di tossicità utilizzando le specie test più adeguate e di interpretare i risultati ottenuti dai diversi end-point analizzati. Gli studenti saranno in grado di applicare le conoscenze acquisite attraverso l’utilizzo di opportuni modelli di analisi di rischio ecologico, che prevedono l’integrazione ponderata di parametri chimici e biologici.
2. Conoscenza e capacità di comprensione applicate. Al termine del corso lo studente saprà utilizzare le principali attrezzature in dotazione in un laboratorio di biologia e saprà eseguire le analisi biologiche di base per applicazioni biochimiche, citologiche, istologiche.
3. Autonomia di giudizio. Acquisizione di un’autonomia di giudizio in riferimento alla valutazione e interpretazione di dati sperimentali prodotti in laboratorio e riportanti nei articoli scientifici
4. Abilità comunicative. Acquisizione di una terminologia scientifica appropriata. Acquisizione di adeguate competenze strumentali per la produzione di dati scientifici con riferimento all’elaborazione e presentazione di dati.
5. Capacità di apprendere. Acquisizione di adeguate capacità per l’approfondimento di ulteriori competenze e conoscenze, con riferimento alla consultazione di materiale bibliografico e stesura di un elaborato scientifico.

Scheda Docente

Programma del corso

Sicurezza in laboratorio ed allestimento del laboratorio. Concentrazione delle soluzioni, misura del pH delle soluzioni biologiche, preparazione e utilizzo dei tamponi biologici

IL METODO SCIENTIFICO: come si progetta un esperimento di tipo biologico-molecolare e come si ottengono i risultati

OMOGENIZZAZIONE E TECNICHE DI CENTRIFUGAZIONE. Metodi meccanici e fisici per la rottura di cellule e tessuti biologici, centrifughe e ultracentrifughe, tecniche di centrifugazione differenziale e in gradiente di densità

TECNICHE SPETTROSCOPICHE. Lo spettrofotometro e le principali applicazioni della spettrofotometria, analisi quantitative dirette e analisi della concentrazione delle proteine attraverso i saggi colorimetrici, analisi enzimatiche e analisi qualitative. La spettrofluorimetria e l’utilizzo dei fluorofori in applicazioni biologiche.

TECNICHE DI MICROSCOPIA OTTICA E A FLUORESCENZA. Microscopio ottico e a fluorescenza, microscopio confocale, elettronico, a trasmissione e a scansione. Utilizzo dei fissativi e preparazione di campioni istologici e cellulari per la microscopia ottica ed elettronica. Reazioni istochimiche e immunoistochimiche su micro-sezioni di tessuto e trattamenti per la visualizzazione dei componenti cellulari.


INTRODUZIONE ALL’ECOTOSSICOLOGIA. Che cos’è, come nasce e come evolve.
Obiettivi scientifici, tecnici e pratici.

CONTAMINAZIONE ED INQUINAMENTO. Definizioni, approcci per lo studio del destino ambientale dei contaminanti, concetti base di distribuzione ambientale, bioaccumulo, uptake, biotrasformazione, detossificazione, eliminazione e accumulo. Bioconcentrazione e biomagnificazione. Fattori che influenzano il bioaccumulo (persistenza, biodisponibilità, il ruolo delle proprietà chimico-fisiche, reattività ambientale, etc). Coefficienti di ripartizione (1-ottanolo/acqua, aria/acqua, suolo/acqua, organismi/acqua, organismi/aria, aerosol/aria). Approcci predittivi e retrospettivi.

SAGGI ECOTOSSICOLOGICI E BIOMARKERS. Organismi modello nell’ambito della biologia sperimentale e nell’ecotossicologia. Metodi standardizzati (OECD, EPA, ASTM, Unichim), controllo qualità e calcolo dell’EC50. Biomarkers di esposizione e di effetto.

LABORATORIO. Attività sperimentali individuali/in gruppo di laboratorio su specifici casi di studio che prevedono:
Disegno sperimentale, campionamento (prelievo e conservazione di campioni di matrici
ambientali), preparazione del campione, applicazione metodo standardizzato, applicazione di biomarkers.

Modalità Esame

Elaborazione di una tesina sulle attività di laboratorio e domande sugli argomenti del programma

Testi adottati

Il materiale didattico sarà fornito dal docente

Modalità di frequenza

La frequenza non è obbligatoria, ma fortemente consigliata per la parte pratica di laboratorio

Bibliografia

Il materiale didattico sarà fornito dal docente

119646 - ECOLOGIA MOLECOLARE

ROBERTA BISCONTI

Secondo Semestre 6BIO/07ita

Obiettivi formativi

L'uso di strumenti molecolari e bioinformatici sta dando grande impulso alla comprensione dei principali processi ecologici ed evolutivi alla base della genesi della biodiversità, nonché dei principi cardine della moderna biologia della conservazione. Il corso mira a fornire allo studente una conoscenza approfondita di questi strumenti, oltre che dei principali campi della ricerca ecologica ed evolutiva affrontabili ormai esclusivamente attraverso la loro applicazione. Il corso approfondirà inoltre i meccanismi molecolari alla base dell'adattamento degli organismi ai cambiamenti ambientali, sia correnti sia passati, i metodi molecolari per il monitoraggio dei diversi livelli gerarchici della biodiversità, nonché elementi di demografia molecolare.
RISULTATI DI APPRENDIMENTO ATTESI
1. Conoscenza e capacità di comprensione. Gli studenti che completeranno con successo questo corso saranno in grado di affrontare problemi ecologici ed evolutivi utilizzando strumenti propri dell’ecologia molecolare. In generale avranno sviluppato la capacità di comprendere l’applicazione degli strumenti dell’ecologia molecolare utili alla comprensione dei principali processi eco-evolutivi che modellano la diversità nelle popolazioni naturali.
2. Conoscenza e capacità di comprensione applicate. Gli studenti che completeranno con successo questo corso saranno in grado di applicare le conoscenze ottenute utilizzando strumenti sperimentali e bioinformatici propri dell’ecologia molecolare per la risoluzione di problemi in ambito ecologico ed evolutivo. In particolare, questo tipo di conoscenze saranno applicate agli ambiti propri della biologia della conservazione e della biologia delle invasioni.
3. Autonomia di giudizio. Gli studenti che completeranno con successo questo corso dovranno essere in grado di applicare gli strumenti di revisione critica della letteratura scientifica per formulare ipotesi interpretative di dati sperimentali.
4. Abilità comunicative. Durante il corso gli studenti saranno stimolati alla discussione e al confronto delle opinioni per sviluppare le loro abilità comunicative. Alla fine del corso gli studenti dovranno avere la capacità di trasmettere le conoscenze acquisite in modo chiaro e comprensibile.
5. Capacità di apprendere. Al termine del corso gli studenti saranno in grado di formulare domande scientifiche solide, basate sull'evidenza, nonché di sviluppare percorsi sperimentali integrando via via letteratura scientifica e conoscenze tecniche acquisite.

Scheda Docente

Programma del corso

Introduzione all'ecologia molecolare - marcatori molecolari e genoma - concetto di specie - filogeografia - dispersione e vicarianza - ibridazione - analisi genetica di singole popolazioni - diversità genetica all'interno e tra le popolazioni - speciazione - selezione e adattamento - quantificazione della diversità genetica - flusso genico - genetica e genomica del paesaggio - ecologia del comportamento - genetica della conservazione

Modalità Esame

L'esame consiste in una verifica orale degli argomenti trattati durante il corso e volta a verificare la conoscenza della materia e delle sue applicazioni. Inoltre, sarà valutata anche la capacità critica di leggere, comprendere e spiegare la letteratura scientifica.

Testi adottati

Freeland, J. R. (2020). Molecular ecology. John Wiley & Sons.

Modalità di svolgimento

Il corso prevede lezioni frontali, interattive e supportate da presentazioni in Power Point, con stimolazione all’approfondimento di temi specifici e alla scelta di potenziali argomenti di tesi. Discussione di casi di studio. Seminari formativi su argomenti specifici. Discussione critica di articoli scientifici. Uscite sul campo.

Modalità di frequenza

La frequenza al corso è facoltativa, ma fortemente consigliata.

Bibliografia

Materiale fornito durante il corso.

118994 - CHIMICA DELLE SOSTANZE ORGANICHE NATURALI

RAFFAELE SALADINO

Secondo Semestre 6CHIM/06ita

Obiettivi formativi

Il principale obiettivo formativo del corso di Chimica delle Sostanze Organiche Naturali consiste nel fornire allo studente i concetti generali, le conoscenze specifiche, e gli adeguati esempi per essere in grado di classificare le sostanze organiche naturali sulla base della loro struttura chimica, di conoscerne l’origine biosintetica e le corrispondenti proprietà biologiche. Durante il percorso di studi saranno analizzate le classi di composti organici di origine naturale più diffuse in natura prodotte nel corso del metabolismo secondario dalla cellula animale e vegetale. L’obiettivo formativo sarà raggiunto anche grazie alla descrizione e all’impiego di esempi relativi all’applicazione della chimica computazionale e delle tecniche di bioinformatica per prevedere le relazioni struttura-attività ed identificare i principali farmacofori presenti nella molecola. Grazie a queste informazioni lo studente sarà in grado di riconoscere l’origine biosintetica e la famiglia strutturale di appartenenza di una sostanza organica naturale, e di collocarla in un contesto generale relativo alle sue possibili funzioni cellulari e alle sue applicazioni in ambito farmaceutico, nutraceutico, cosmoceutico e cosmetico. Saranno inoltre fornite le adeguate conoscenze per comprendere le principali e più recenti applicazioni delle sostanze organiche naturali nel settore delle bionanotecnologie, con un particolare riferimento alla scienza dei materiali rinnovabili e biodegradabili, alla produzione di bioplastiche e di bioinchiostri, e alla progettazione e sviluppo di biocatalizzatori e di biosensori per gli impieghi sintetici, clinici ed ambientali. Lo studente verrà così in possesso di strumenti critici per associare la presenza di determinate caratteristiche strutturali nella molecola al meccanismo di azione esercitato dalle sostanze al livello molecolare, evidenziando le relazioni tra struttura ed attività, in modo da poter prevedere in senso critico le possibili attività biologiche associate ad una specifica architettura molecolare.
RISULTATI DI APPRENDIMENTO ATTESI
• Conoscenza e capacità di comprensione: Conoscenza dei motivi strutturali che permettono la classificazione di una sostanza organica naturale. Conoscenza delle principali attività biologiche associate alle diverse famiglie di sostanze organiche naturali anche alla luce di analisi computazionali e bioinformatiche. Conoscenza delle vie di biosintesi dei metaboliti secondari nella cellula animale e vegetale. Conoscenza delle relazioni tra struttura chimica ed attività biologica. Conoscenza della applicazione delle sostanze organiche naturali in ambito biotecnologico.
• Conoscenza e capacità di comprensione applicate: In aggiunta alle conoscenze acquisite attraverso lo studio della chimica delle sostanze organiche naturali, gli studenti potranno approfondire i concetti acquisiti tramite la lettura guidata di pubblicazioni scientifiche e l’uso di software dedicati per la classificazione delle sostanze organiche in base alla loro struttura chimica, collegando gli argomenti trattati nel corso alla ricerca sperimentale.
• Autonomia di giudizio: Al termine del corso lo studente avrà acquisito la formazione necessaria per una completa autonomia di giudizio in merito alla possibilità di utilizzare una determinata sostanza organica naturale per lo sviluppo di un servizio, di un processo, o di un prodotto nell’ambito farmaceutico, nutraceutico, cosmoceutico, cosmetico, nella scienza dei materiali e nelle bionanotecnologie.
• Abilità comunicative: gli studenti saranno invitati in modo continuativo e costante ad una partecipazione attiva alla lezione allo scopo di approfondire l’argomento per raccogliere proposte di possibili soluzioni in caso di scenari complessi. In questa attività gli studenti saranno chiamati a confrontarsi al fine di supportare le proprie idee anche facendo uso di strumenti informatici, come ad esempio software dedicati alla rappresentazione e alla nomenclatura delle strutture chimiche. Lo stumento didattico è volto a far crescere le capacità comunicative e l’abilità di sapere lavorare e confrontarsi in un gruppo, il tutto finalizzato al consolidamento dei concetti acquisiti.
• Capacità di apprendere: Le capacità di apprendimento degli studenti saranno valutate durante lo svolgimento del corso tramite la discussione dei contenuti di pubblicazioni scientifiche che permetteranno di seguire lo stato di maturazione della conoscenza, evidenziando le capacità di restituzione e di problem solving dello studente.

Scheda Docente

Programma del corso

PROGRAMMA
Importanza e funzione del metabolismo secondario nella cellula animale e vegetale. Esempi
generali. Il rulo dei metaboliti secondari nelle applicazioni farmaceutiche, nutraceutiche,
cosmetiche e cosmoceutiche. Valutazione delle relazioni struttura-attività delle sostanze organiche
naturali tramite applicazioni della chimica computazionale.

Terpeni e terpenoidi
Diffusione in natura e proprietà biologiche e farmacologiche. Via dell’acido 3(R)-mevalonico.
Regola dell’isoprene. Terpeni regolari e terpeni irregolari. Applicazioni bioinformatiche per il
riconoscimento delle strutture terpeniche. Classificazione dei terpeni. Biointesi dell’acido 3(R)-
mevalonico, dell’isopentenil pirofosfato e del dimetilallilpirofosfato. Emiterpeni. Monoterpeni
aciclici (geraniolo, linalolo, nerolo) e monoterpeni ciclici (limonene, terpineolo, canfora). Iridoidi e
sec-iridoidi. Sesquiterpeni (artemisinina ed antimalarici). Triterpeni e steroidi (corticosteroidi,
androgeni, estrogeni e progestinici). Fitosteroidi. Tetraterpeni (carotenoidi, apocarotenoidi e
xantofille). Vitamina A e meccanismo molecolare della visione. Attività antiossidante dei
carotenoidi, meccanismo di protezione dalla perossidazione lipidica.
Fenoli e polifenoli
Teoria del farmacoforo. Il farmacoforo fenolico e polifenolico. Via dell’acido scichimico e via dei
polichetidi (via dell’acido malonico). Capacità antiossidante dei fenoli e dei polifenoli, relazione
struttura/attività. Misura computazionale della efficacia del farmacoforo fenolico e polifenolico.
Capacità pro-ossidante dei fenoli. Biointesi dell’acido scichimico. Acido gallico, gallotannini e
elagiotannini, applicazioni nutraceutiche e farmaceutiche. Acido salicilico e salicina, proprietà
antipiretiche ed antiinfiammatorie. Biosintesi degli alfa-amminoacidi aromatici (fenil alanina e
tirosina). Biosintesi degli acidi fenilpropanoidi. Cumarine. Attività anticoagulante delle cumarine,
meccanismo di azione del dicumarolo e della warfarina. Lignani e neolignani. Attività antitumorale
dei lignani, il caso della podofillotossina e dell’etoposide. Lignina, struttura chimica, proprietà
chimico-fisiche ed applicazioni bionanotecnologiche. Impiego delle nanoparticelle di lignina in
cosmetica e cosmeceutica. Applicazioni nella scienza dei materiali e nella produzione di
bioplastiche. Produzione di bioinchiostri, di biocatalizzatori e di biosensori in ambito clinico ed
ambientale. Melanina e catecolammine. Metodi di calcolo computazionale per la determinazione
delle proprietà redox delle melanine. Ruolo delle catecolammine nel sistema nervoso centrale e
nella terapia delle malattie neurodegenerative. Stilbeni e calconi. Impieghi nutraceutici. Flavonoidi.
Classificazione e biosintesi. Attività antiossidante, cardioprotettiva, antimicrobica ed antitumorale.
Impieghi industriali.
Alcaloidi
Diffusione in natura e proprietà biologiche e farmacologiche. Classificazione e descrizione delle
principali vie biosintetiche degli alcaloidi piperidinici, tropanici, chinolinici, isochinolinici,
morfinanici, e indolici. Presenza in natura degli alcaloidi e principali applicazioni in ambito
farmaceutico. Progettazione di analoghi attivi degli alcaloidi tramite applicazione di tecniche
bioinformatiche.

Modalità Esame

Esame orale della durata di circa 30-40 min e basato almeno su tre quesiti.

Testi adottati

Chimica, biosintesi e bioattività delle sostanze naturali.
Fattorusso (edizione più recente)

Modalità di svolgimento

L' esame consisterà in 3 domande sugli argomenti trattati nel corso.
Lo studente sarà chiamato a descrivere sia i contenuti teorici che gli aspetti pratici relativi alla descrizione delle vie biosintetiche

Modalità di frequenza

La frequenza è facoltativa. Il corso si svolgerà in modalità di didattica frontale secondo l'orario stabilito.

Bibliografia

Chimica, biosintesi e bioattività delle sostanze naturali.
Fattorusso (edizione più recente)

INSEGNAMENTOSEMESTRECFUSSDLINGUA
119647 - GENETICA MOLECOLARE ED APPLICATA

FRANCESCA CIPRESSA

Primo Semestre 8BIO/18ita

Obiettivi formativi

L'insegnamento è mirato a fornire agli studenti conoscenze avanzate per la comprensione delle principali strategie e tecniche di genetica molecolare utilizzate per lo studio della struttura, della funzione e dell’evoluzione di geni e genomi. Sono previste esercitazioni di laboratorio, comprendenti l'utilizzo di metodiche sperimentali e strumentazioni specifiche per l'analisi e la manipolazione di genomi e singoli geni.
RISULTATI DI APPRENDIMENTO ATTESI
1. Conoscenza e capacità di comprensione. Lo studente dovrà dimostrare di conoscere gli elementi metodologici per l’analisi genetico molecolare di genomi e trascrittomi e per la successiva comprensione di 'pathways' cellulari fisiologici e patologici. Avrà una avanzata conoscenza degli strumenti matematici e bioinformatici utilizzati negli approcci di genetica molecolare.
2. Conoscenza e capacità di comprensione applicate. Lo studente avrà acquisito competenze teoriche e metodologiche che gli permetteranno di applicare le corrette strategie di indagine per risolvere specifici problemi nel campo della genetica molecolare. In particolare dovrà essere in grado di interpretare ed elaborare, anche mediante strumenti bioinformatici, i dati scientifici derivati dallo studio di articoli scientifici e banche dati che utilizzano gli approcci metodologici propri della genetica molecolare.
3. Autonomia di giudizio. Acquisizione di un’autonomia di giudizio in riferimento alla valutazione e interpretazione di dati sperimentali riportanti nei articoli scientifici
4. Abilità comunicative. Acquisizione di una capacità di espressione con una terminologia scientifica appropriata. Acquisizione di adeguate competenze e strumenti per la comunicazione con riferimento alla elaborazione e presentazione di dati.
5. Capacità di apprendere. Acquisizione di adeguate capacità per l’approfondimento di ulteriori competenze e conoscenze, con riferimento alla consultazione di materiale bibliografico per l'aggiornamento continuo.

Scheda Docente

Programma del corso

-Introduzione al corso: struttura e organizzazione dei geni, regioni codificanti, sequenze regolatrici, regioni intergeniche, struttura del cromosoma e del nucleo; espressione genica: trascrizione e traduzione.
-Dal gene al genoma: mappatura dei geni e marcatori molecolari; sequenziamento, annotazione e analisi dei genomi; banche dati genomiche e browser per la loro analisi; ricerca e allineamento di sequenze.
-Organizzazione dei genomi complessi: geni codificanti per proteine; geni per gli RNA non codificanti; RNA non codificanti: tipologia, funzioni cellulari e influenza sull’espressione genica; DNA ripetitivo ed elementi trasponibili; variabilità genetica, polimorfismi e mutazioni; analisi della funzione dei geni: espressione genica e analisi del trascrittoma.
-Epigenetica e meccanismi molecolari alla base dei principali fenomeni epigenetici.
-Tecniche di Genetica Molecolare: clonaggio del DNA; endonucleasi di restrizione; ligasi; vettori; trasformazione e trasfezione; PCR (Polymerase Chain Reaction); costruzione ed analisi di librerie di DNA e cDNA; separazione e analisi degli acidi nucleici; Northern blot e Southern blot; ibridazione su array; analisi di trascritti in vivo attraverso ibridazione in situ; analisi delle proteine: western blotting; FISH (Fluorescent In Situ Hybridization); SKY (Spectral Karyotype); CGH (Comparative Genomic Hybridization); metodi dell'epigenetica: modifiche del DNA con bisolfito di sodio, analisi comparative dei profili di metilazione tramite microarray, analisi dei siti ipersensibili alle nucleasi, precipitazione della cromatina attraverso ChIp (Chromatin Immunoprecipitation).
-Tecnologia del DNA ricombinante: clonaggio molecolare e manipolazione del materiale genetico per l' editing del genoma; creazione di animali transgenici; Knock-in, Knock-out e Knock-down genico; sistemi molecolari per l'editing del genoma: CRISPR-Cas9.
-Organismi modello e loro utilizzo nell’analisi genetica avanzata: panoramica degli organismi modello; generazione di modelli animali di malattie genetiche attraverso la tecnologia del DNA ricombinante
-Applicazioni della genetica molecolare: test genetici in ambito sanitario, test clinici diagnostici, screening di popolazione; la farmacogenetica e la medicina personalizzata; la genetica forense: identificazione individuale e di parentela; la terapia genica: trattamento delle malattie genetiche e trattamento genetico della malattia; approcci genetici per la cura delle malattie.

Modalità Esame

La prova consisterà di un colloquio orale in presenza in cui verrà verificata l'acquisizione delle nozioni fondamentali del corso.

Testi adottati

Genetica molecolare umana, Tom Strachan, Zanichelli. Il docente inoltre potrà fornire articoli scientifici specifici durante il corso.

Modalità di frequenza

La frequenza al corso non è obbligatoria ma è raccomandata

Bibliografia

Genetica molecolare umana, Tom Strachan, Zanichelli. Il docente inoltre potrà fornire articoli scientifici specifici durante il corso.

119648 - BIOINFORMATICA II

TIZIANA CASTRIGNANOFRANCO LIBERATI

Primo Semestre 6BIO/11ita

Obiettivi formativi

Il corso ha come finalità quella di formare gli studenti in diversi settori avanzati della Bioinformatica, dallo studio dei dati ‘omici, prodotti dalle piattaforme di sequenziamento massivo di nuova generazione (Next Generation Sequencing - NGS) nelle diverse aree di interesse: genomica, trascrittomica, epigenomica, metagenomica; alla tecniche computazionali per le simulazioni di virtual screening, docking e dinamica molecolare di macromolecole biologiche, di system biology per la modellazione dell’espressione genica.

In dettaglio, gli obiettivi formativi riguardano:
1) Conoscenze di base sulle piattaforme di sequencing di nuova generazione;
2) Formati di dati di prodotti dai sequenziatori NGS;
3) Programmi di preprocessing: controllo di qualità e trimming delle short reads;
4) Algoritmi per il mapping delle reads sul genoma di riferimento;
5) Programmi per il variant calling;
6) Algoritmi per l’assembly di genomi o trascrittomi;
7) Librerie R per l’analisi dell’espressione differenziale dei geni e dei trascritti;
8) Studio di pipelines per l’epigenomica e la metagenomica;
10) Database ed algoritmi per il virtual screening;
11) Algoritmi stocastici per il docking molecolare;
12) Algoritmi per la minimizzazione dell’energia, termalizzazione del sistema
macromolecolare e dinamica molecolare classica (all-atoms);
13) Equazioni per la descrizione di modelli dinamici di regolazione genica.


RISULTATI DI APPRENDIMENTO ATTESI:

CONOSCENZA E CAPACITÀ DI COMPRENSIONE. Gli studenti dovranno mostrare di aver appreso argomenti di bioinformatica previsti dal corso, ovvero: acquisizione delle metodiche di analisi dei dati NGS, capacità di progettazione e sviluppo di nuove pipeline di analisi di dati ‘omici, capacità di modelling di dati strutturali di macromolecole, capacità di configurazione ed analisi di dinamica molecolare di macromolecole biologiche, acquisizione di concetti introduttivi della system biology con applicazione a modelli dinamici di regolazione genica.

CAPACITÀ DI APPLICARE CONOSCENZA E COMPRENSIONE. Gli studenti dovranno avere una comprensione degli approcci computazionali discussi a lezione tale da essere in grado di applicare gli stessi a problemi biologici specifici.


AUTONOMIA DI GIUDIZIO. Gli studenti dovranno essere in grado di interpretare criticamente i risultati ottenuti attraverso i tools bioinformatici discussi a lezione, nonché scegliere quelli più adatti per arrivare ad un determinato obiettivo.

ABILITA’ COMUNICATIVE. Gli studenti dovranno avere la capacità di trasmettere le conoscenze acquisite in modo chiaro e comprensibile, anche a persone non competenti, e dovranno dimostrare l’abilità di presentare l’informazione acquisita.

CAPACITÀ DI APPRENDIMENTO. Gli studenti dovranno essere in grado di descrivere i vari argomenti della Bioinformatica 2, in forma orale. Tale abilità verrà sviluppata mediante il coinvolgimento attivo attraverso discussioni orali in aula ed esercitazioni svolte nell’ aula informatica su temi specifici inerenti il corso.


Scheda Docente

Programma del corso

Introduzione alle piattaforme di sequenziamento di prima, seconda e terza generazione (Next Generation Sequencing - NGS) . Conoscenza dei principali formati di dati di prodotti dai sequenziatori NGS. Introduzione ai programmi NGS di preprocessing: controllo di qualità e trimming delle short reads. Algoritmi euristici per l’allineamento delle short reads verso il genoma o il trascrittoma di riferimento. Algoritmi di assembly di genomi e trascrittomi. Metodi di costruzione dei grafi per l’assembly. Metodi di annotazione dei genomi e dei trascrittomi.
Studio di pipelines di assembly di genomi e trascrittomi, genomica (Whole genome sequencing - WGS), trascrittomica (analisi di dati RNA-seq), epigenomica (analisi Chip-seq), metagenomica, analisi delle popolazione (analisi Rad-seq).
Metodi di machine learning di predizione della struttura tridimensionale delle proteiche (Alphafold 2). Algoritmi stocastici per il docking molecolare. Introduzione alla Dinamica Molecolare (DM). Algoritmi per la minimizzazione dell’energia, termalizzazione del sistema macromolecolare e dinamica molecolare classica (all-atoms). Cenni sui modelli dinamici di regolazione genica: Equazioni per la descrizione di un semplice modello.

Modalità Esame

Esame orale su argomenti trattati durante il corso e presentazione di un progetto assegnato da svolgere al calcolatore.

Testi adottati

Manuela Helmer Citterich Fabrizio Ferrè Giulio Pavesi Graziano Pesole Chiara Romualdi
Fondamenti di bioinformatica
2018

Stefano Pascarella Alessandro Paiardini
Bioinformatica
Dalla sequenza alla struttura delle proteine
2011

Modalità di svolgimento

Lezione Frontali 32 ore erogate in presenza
Esercitazioni pratiche 16 ore erogate in presenza

Modalità di frequenza

Lezione Frontali 32 ore erogate in presenza
Esercitazioni pratiche 16 ore erogate in presenza

La frequenza del corso non è obbligatoria ma considerato il forte carattere applicativo dei contenuti è fortemente consigliata

Bibliografia

Manuela Helmer Citterich Fabrizio Ferrè Giulio Pavesi Graziano Pesole Chiara Romualdi
Fondamenti di bioinformatica
2018

Stefano Pascarella Alessandro Paiardini
Bioinformatica
Dalla sequenza alla struttura delle proteine
2011

OPZIONALI TAR CUI SCEGLIERE N.1 ESAME CHE DIVENTA OBBLIGATORIO - -- -
BIOFISICA APPLICATA E NANOSCIENZE

ANNA RITA BIZZARRI

Secondo Semestre6FIS/07ita

Obiettivi formativi

L’insegnamento di BIOFISICA APPLICATA E NANOSCIENZE intende fornire agli studenti conoscenze di base nell’ambito della biofisica molecolare e di alcune tecniche spettroscopiche e nanotecnologiche avanzate per applicazioni in campo biosensoristico.
1) Conoscenza e capacità di comprensione
Conoscenza dei principi fondamentali della biofisica molecolare principalmente rivolte ai processi di bioriconoscimento molecolare. Conoscenza delle basi teoriche e sperimentali di alcune tecniche spettroscopiche e nanotecnologiche avanzate per lo studio delle proprietà strutturali, dinamiche e di interazione di sistemi biologici. Conoscenza delle tecniche di analisi quantitativa dei dati sperimentali in relazione alle tecniche sperimentali introdotte e di tools bioinformatici con particolare attenzione ai processi di bioriconoscimento.
2) Conoscenza e capacità di comprensione applicate
Al termine del corso gli studenti dovranno aver acquisito una serie di conoscenze e di abilità che potranno mettere in pratica durante le esercitazioni sperimentali. Gli studenti verranno anche invitati ad analizzare i dati sperimentali ottenuti facendo uso delle procedure e dei metodi di analisi presentati nella parte teorica.
3) Autonomia di giudizio
Durante il corso gli studenti verranno stimolati a discutere in modo critico gli argomenti presentati cercando anche collegamenti con le conoscenze pregresse. Inoltre gli studenti verranno invitati a proporre e progettare possibili sviluppi dell’attività sperimentale svolta e della relativa analisi dati.
4) Abilità comunicative
Durante le lezioni gli studenti saranno invitati a manifestare gli eventuali dubbi e a presentare la loro visione degli argomenti in discussione cosi’ da sviluppare le loro abilità comunicative. Inoltre, durante l’attività sperimentale, gli studenti verranno invitati a lavorare in gruppo cosi’ da sviluppare la capacità di confrontarsi con gli altri e di lavorare in team. Infine, attraverso un seminario che costituirà una parte della prova di esame, verranno verificate le capacità di presentare, in modo sintetico, rigoroso ed efficace, un articolo scientifico.
5) Capacità di apprendere
Gli studenti verranno stimolati ad acquisire la capacità di eseguire in modo consapevole e critico i diversi passaggi che costituiranno le esercitazioni sperimentali. Inoltre, dovranno essere in grado di presentare gli argomenti centrali del corso, mettendo anche in relazione i vari argomenti tra di loro. Tale abilità verrà anche stimolata mediante il coinvolgimento attivo degli studenti mediante discussioni orali in aula e durante le ore dedicate alle esercitazioni pratiche.

Scheda Docente

Programma del corso

Il programma del corso di Biofisica Applicata e Nanoscienze e’ centrato sull’acquisizione, da parte degli studenti, di conoscenze e capacità al fine di affrontare al meglio le vaste problematiche attuali della biologia. Diverse tecniche sperimentali, alcune delle quali innovative, verranno presentate congiuntamente ad applicazioni a vari sistemi biologici (proteine, DNA, RNA, e cellule) prese dalla letteratura recente. Inoltre, come parte centrale del corso, verranno svolte dagli studenti delle esercitazioni sperimentali in laboratorio; i dati ottenuti saranno quindi analizzati e discussi.
Di seguito sono riportate le tecniche che saranno presentate e le relative esercitazioni.
• Teoria ed applicazioni della Spettroscopia ottica di assorbimento. Esercitazioni in laboratorio.
• Teoria ed applicazioni di Fluorescenza statica e risolta in tempo, Foester Resonance Energy Transfer (FRET). Esercitazioni in laboratorio.
• Teoria ed applicazioni dello scattering Raman e Surface Enhanced Raman Spectroscopy (SERS).
• Teoria ed applicazioni della Risonanza Plasmonica di Superficie (SPR) per lo studio della cinetica di interazione tra biomolecole. Esercitazioni in laboratorio.
• Tecniche di nanoscopia, (Microscopia e Spettroscopia a Forza Atomica (AFM ed AFS)). Esercitazioni in laboratorio di imaging mediante AFM.
• Elementi di modelling di processi biologici. Esercitazioni pratiche al computer.
• Elementi di bio- e nano-sensoristica per la rivelazione di biomolecole (proteine, DNA e RNA) a bassa concentrazione. Esercitazioni in laboratorio.

Modalità Esame

L'esame consiste in un seminario formale su una tecnica di indagine, sperimentale o teorica, a scelta dello studente, e concordata con il docente,
L'argomento del seminario, dovrà collocarsi nell'ambito di quanto sviluppato durante il corso, approfondento una tecnica già vista o presentandone una nuova. Successivamente verrà svolta una prova orale sugli argomenti del programma.

Testi adottati

Oltre alle diapositive relative al corso
- J.P Allen “Biophysical Chemistry” Wiley-Blackwell

Modalità di svolgimento

Il corso comprende lezioni frontali ed esercitazioni in laboratorio sul alcune delle tecniche presentate a lezione

Modalità di frequenza

La frequenza e' obbligatoria per quanto riguarda la parte in Laboratorio

Bibliografia

- D.A. Skoog, F.J. Holler, T.A. Nieman: “Principles of instrumental analysis”. Harcourt Brace & Company

MICOLOGIA GENERALE ED APPLICATA

LAURA SELBMANN

Secondo Semestre6BIO/03ita

Obiettivi formativi

Scopo del corso è fornire agli studenti le informazioni necessarie alla comprensione della biologia e diversità del Regno dei Funghi che rimane uno dei gap principali nelle conoscenze di un Biologo. Capire l'importanza di questi organismi nel mantenimento dell'equilibrio di qualunque ecosistema, l'importanza della loro interazione con tutti gli altri compartimenti del biota, i meccanismi di riproduzione alla base della loro conservazione. Approfondire le strategie di adattamento a diversi ambienti, inclusi quelli estremi, e le notevoli capacità metaboliche per comprendere le potenzialità applicative in campo biotecnologico, medico ed ambientale. Tutte queste conoscenze sono un requisito indispensabile per la comprensione del loro ruolo nell’ecosistema terra e del mantenimento dei suoi equilibri anche in vista dei rischi connessi ai grandi cambiamenti ambientali in atto.
RISULTATI DI APPRENDIMENTO ATTESI
1) Conoscenza e capacità di comprensione. Aver sviluppato la conoscenza della biodiversità di questi organismi e delle loro caratteristiche morfologiche e fisiologiche, risultanti dall’adattamento a specifiche e diverse condizioni ambientali. Le loro enormi potenzialità in campo biotecnologico, medico ed ambientale.
2) Conoscenza e capacità di comprensione applicate. Saper utilizzare le nozioni apprese a lezione e sviluppate nelle esercitazioni per interpretare eventuali alterazioni morfo-funzionali dovute a variazioni dei parametri ambientali. Aver sviluppato la capacità di elaborare dati molecolari ed organizzare il workflow per un'analisi filogenetica
3) Autonomia di giudizio. Essere in grado di formulare ipotesi in risposta ad eventuali problemi.
4) Abilità comunicative. Verrà stimolata la acquisizione da parte degli studenti di una terminologia scientificamente corretta relativa agli argomenti trattati.
5) Capacità di apprendimento. Essere in grado di stimolare con esercitazioni la curiosità e la conoscenza dei Funghi.

Scheda Docente

Programma del corso

PROGRAMMA LEZIONI FRONTALI:

Regno funghi, definizione, circoscrizione classica e attuale. origine ed evoluzione.
Biologia ed ecologia: La cellula fungina (caratteristiche differenziali rispetto alla cellula vegetale, parete, sostanze di riserva, organuli peculiari, setti. Differenziamento, struttura e crescita. Spore. Sporogenesi e dispersione. Tropismi, condizioni ambientali per la crescita. Principali vie metaboliche, metaboliti primari e secondari. Riproduzione e cicli vitali. Fasi anamorfe e teleomorfe. Eterocariosi e parasessualità.
Ecologia: Funghi simbionti, parassiti e saprotrofi. Successioni.
Sistematica: approccio fenetico e cladistico. Caratteri apomorfi e plesiomorfi, concetti di omologia, analogia e omoplasia; metodi di studio della filogenesi (approcci morfologici, paleontologici, biochimici e genetico-molecolari); filosofie sistematiche; Costruzione di alberi filogenetici; nodi, internodi OTU, cladi e gradi; monofilia, polifilia e parafilia. Concetto di outgroup.
Filogenesi molecolare: Cenni di tecniche RFLP (Restriction Fragment Lenght Polymorphism), RADP (Randomly Amplified Polymorphic DNA) ed AFLP (Amplified Fragments Lenght Polymorphism). Sequenziamento: caratteristiche dei markers molecolari. I geni ribosomali. Allineamento. Inferenza filogenetica da sequenze molecolari: distance methods e discrete methods. Bootstrapping.
Filogenesi e caratteristiche dei Phyla e subphyla del Regno Fungi.

PROGRAMMA ESERCITAZIONI DI LABORATORIO:

Riconoscimento di una selezione di funghi rappresentativi dei diversi gruppi sistematici.
Tecniche di filogenesi molecolare. Estrazione DNA da ceppi fungini selezionati; amplificazione di porzioni geniche ribosomali. Elettroforesi su gel di agarosio. Sequenziamento, proofreading delle sequenze con programmi dedicati. Confronto delle sequenze ottenute con quelle depositate nelle banche dati in rete (NCBI). Allineamento. Costruzione alberi con l'uso di diversi algoritmi (Neigbour Joining, Maximum Likelyhood).

Modalità Esame

Lo studente avrà la possibilità di sostenere l'esame in due esoneri scritti, uno verrà somministrato nella settimana di interruzione didattica e riguarderà la prima parte del programma (Biologia dei funghi), il secondo verrà somministrato a chiusura corso e verterà sulla seconda parte del programma (Sistematica e filogenesi). Per chi avrà superato
Per chi non intendesse sostenere gli esoneri scritti, ci sarà la possibilità si sostenere l'intero esame in forma orale.

Testi adottati

Gams W. et al., 2001. CBS Course of Mycology. Centraalbureau voor Schimmelcultures, Utrecht, The Netherlands.
CBS Laboratory Manual for Fungal Biodiversity. CBS Fungal Biodiversity Centre 2009.
Deacon J. W. 2000. Micologia moderna. Calderini ed agricole.
Deacon J. W. 2005. Fungal Biology. 4th edition Blackwell.
Appunti dalle lezioni e materiale bibliografico saranno distribuiti dal docente e caricati sulla piattaforma Moodle.

Modalità di svolgimento

Le lezioni frontali potranno eventualmente somministrate in remoto o modalità mista qualora le normative Covid-19 dovessero renderlo necessario.

Modalità di frequenza

Il corso prevede lezioni frontali, esercitazioni di laboratorio e esercitazioni di analisi filogenetica al computer. La frequenza non è obbligatoria

Bibliografia

Gams W. et al., 2001. CBS Course of Mycology. Centraalbureau voor Schimmelcultures, Utrecht, The Netherlands.
CBS Laboratory Manual for Fungal Biodiversity. CBS Fungal Biodiversity Centre 2009.
Deacon J. W. 2000. Micologia moderna. Calderini ed agricole.
Deacon J. W. 2005. Fungal Biology. 4th edition Blackwell.
Appunti dalle lezioni e materiale bibliografico saranno distribuiti dal docente e caricati sulla piattaforma Moodle.

BIOFOTONICA

INES DELFINO

Secondo Semestre6FIS/07ita

Obiettivi formativi

Obiettivi formativi
L'insegnamento ha come obiettivo principale quello di fornire agli studenti le basi per: 1) comprendere i processi fondamentali alla base della biofotonica; 2) affrontare la caratterizzazione di sistemi di interesse biologico con le metodologie introdotte, utilizzando le opportune metodologie di analisi dei dati.

Risultati apprendimento attesi
CONOSCENZA E CAPACITÀ DI COMPRENSIONE (knowledge and understanding)
Al termine di questa attività didattica, in un contesto di esercitazione o esame, lo studente dovrà dimostrare di aver acquisito la conoscenza degli elementi base della biofotonica, delle tecniche introdotte durante il corso e della relativa analisi dei dati.

CAPACITÀ DI APPLICARE CONOSCENZA E COMPRENSIONE (applying knowledge and understanding)
Al termine di questa attività didattica, lo studente dovrà dimostrare di essere in grado di saper utilizzare ed analizzare i risultati delle principali tecnologie di imaging ottico e spettroscopico per la caratterizzazione dei sistemi biologici e di conoscere le applicazioni rilevanti in campo biologico e di saper scegliere, tra gli approcci introdotti, quelli più adatti per risolvere i problemi di interesse, analizzando in maniera critica i risultati.

AUTONOMIA DI GIUDIZIO (making judgements)
Al termine dell’attività formativa la persona dovrà essere in grado di valutare le potenzialità delle tecniche di imaging e spettroscopia ottica per analizzare i processi di interesse e di analizzare ed interpretare i risultati sperimentali ottenuti e discuterli in maniera logica.

ABILITA’ COMUNICATIVE (communication skills)
Lo studente dovrà dimostrare di essere in grado di aver acquisito le necessarie abilità comunicative per divulgare i risultati degli esperimenti e delle analisi condotte utilizzando adeguate forme comunicative basate anche sull’utilizzo di strumenti informatici in funzione della tipologia degli interlocutori.

CAPACITÀ DI APPRENDIMENTO (learning skills)
Al termine di quest’attività formativa, lo studente dovrà dimostrare di essere in grado di utilizzare le conoscenze apprese per investigare sistemi e fenomeni di interesse, diversi da quelli presi in considerazione durante il corso.

Scheda Docente

Programma del corso

1) Richiami di Ottica Classica; proprietà ottiche dei materiali; Indice di rifrazione complesso.
2) Interazione radiazione elettromagnetica -materia: emissione, assorbimento, scattering.
3) Strumentazione: sorgenti radiazione elettromagnetica UV/VIS/IR (lampade a scarica, LED, LASER), sistemi per la manipolazione della radiazione elettromagnetica UV/VIS/IR e per l’analisi spettrale, sistemi di rivelazione della radiazione.
4) Microscopio ottico; limite di risoluzione; tecniche di microscopia ottica (campo chiaro, campo scuro, polarizzazione, contrasto di fase).
5) Microscopia a fluorescenza; microscopia confocale, Fluorofori e loro spettri di assorbimento ed emissione.
6) Spettroscopie e micro-spettroscopie vibrazionali: Raman, Brillouin ed FT-IR.
7) Metodi ottici per la caratterizzazione delle dimensioni di nanomateriali e sistemi biologici: dynamic light scattering e particle tracking.
8) Cenni di microscopie a super-risoluzione e metodi complementari e correlativi, tra cui STED, STORM, ExM-STED, STED-AFM
9) Rumore e metodi di riduzione dello stesso
10) Analisi quantitativa degli spettri e delle immagini al microscopio (mediante ImageJ o altro software).
In tutti i casi gli argomenti saranno trattati con ampi riferimenti ad applicazioni in campo biomedico. Le esercitazioni partiche saranno svolte su alcune delle microscopie presentate (tra microscopia ottica, microscopia a fluorescenza, microspettroscopie vibrazionali).

Modalità Esame

Valutazione del profitto
La valutazione del profitto avviene mediante:
- partecipazione, con profitto, alle attività pratiche che si svolgono durante il corso.
- una prova orale volta a verificare la completezza delle conoscenze sugli argomenti del programma.

Descrizione dei metodi di accertamento
L'esame si svolge nelle forme stabilite dall'art. 23 del Regolamento Didattico di Ateneo. Del suo svolgimento viene redatto apposito verbale, sottoscritto dal Presidente e dai membri della commissione e dallo studente esaminato. Il voto è espresso in trentesimi, con eventuale lode. Il superamento dell'esame presuppone il conferimento di un voto non inferiore ai diciotto/trentesimi e comporta l'attribuzione dei corrispondenti crediti formativi universitari.
Nella valutazione delle prova e nell’attribuzione del voto finale si terrà conto: del livello di conoscenza dei contenuti dimostrato (superficiale, appropriato, preciso e completo, completo e approfondito), della capacità di applicare i concetti teorici (errori nell'applicare i concetti, discreta, buona, ben consolidata), della capacità di analisi, di sintesi e di collegamenti interdisciplinari (sufficiente, buona, ottima), della capacità di senso critico e di formulazione di giudizi (sufficiente, buona, ottima), della padronanza di espressione (esposizione carente, semplice, chiara e corretta, sicura e corretta).
Per accertare le competenze, l'esame prevede una prova pratica (o la partecipazione, con profitto, alle attività pratiche che si svolgono durante il corso) ed una successiva prova orale.
L'ammissione alla prova orale è subordinata al conseguimento della sufficienza nella prova pratica (o negli elaborati svolti in relazione alle esercitazioni seguite). Alla prova orale viene attribuito un voto in trentesimi. Il voto finale deriverà dalla media dei voti risultanti dalla prova pratica/esercitazioni e dalla prova orale.
Il superamento della prova pratica (o la partecipazione, con profitto, alle attività di laboratorio che si svolgono durante il corso) vale per tutta la durata della carriera dello studente.

Nella stessa sessione si può partecipare ad appelli per la prova scritta tra cui intercorrano almeno 15 gg.

Testi adottati

Si farà riferimento ai seguenti testi per specifici argomenti trattati:
1) P. N. Prasad “Introduction to Biophotonics” John Wiley & Sons, Inc.
2) I. N. Serdyuk, N. R. Zaccai, J. Zaccai “Methods in Molecular Biophysics” Cambridge University Press.
Inoltre il materiale didattico sarà consigliato e/o messo a disposizione dal docente.

Modalità di svolgimento

Il corso prevede:
- 32 ore di lezioni frontali.
- 16 ore di lezioni frontali ad alto contenuto pratico (da svolgere anche in laboratorio) durante le quali verranno svolti esperimenti ed esercitazioni sugli argomenti trattati a lezione anche utilizzando un apposito software per la relativa analisi dati.

Modalità di frequenza

E’ obbligatoria la frequenza delle esercitazioni/lezioni pratiche per le quali il calendario viene definito durante le lezioni.

Bibliografia

Si farà riferimento ai seguenti testi per specifici argomenti trattati:
1) P. N. Prasad “Introduction to Biophotonics” John Wiley & Sons, Inc.
2) I. N. Serdyuk, N. R. Zaccai, J. Zaccai “Methods in Molecular Biophysics” Cambridge University Press.
Inoltre il materiale didattico sarà consigliato e/o messo a disposizione dal docente.

118993 - STAGE

Primo Semestre 4ita
- - A SCELTA DELLO STUDENTE

Primo Semestre 12ita
OPZIONALI TAR CUI SCEGLIERE N.1 ESAME CHE DIVENTA OBBLIGATORIO - -- -
NEUROBIOLOGIA SPERIMENTALE

MARCELLO CECI

Secondo Semestre6BIO/06ita

Obiettivi formativi

Il corso si propone di fornire le conoscenze di base su come funzionano i neuroni ed interagiscono tra loro e come sono organizzati nel tessuto neuronale, fornendo un quadro sull’attività del sistema neuronale in termini di aspetti genetici, biochimici e molecolari.
1) Conoscenza e capacità di comprensione (knowledge and understanding): conoscenza dei principi di biologia del neurone e della sua organizzazione nei sistemi neuronali (Periferico e Centrale). Conoscenze dei principi della generazione dei neuroni e della loro integrazione nei sistemi neuronali in formazione. Conoscenze di base molecolari e bioinformatiche dei circuiti neuronali per la comprensione del funzionamento del sistema neuronale
2) Conoscenza e capacità di comprensione applicate (applying knowledge and understanding): le conoscenze di base acquisite attraverso lo studio della neurobiologia cellulare, permetteranno agli studenti di comprendere come il sistema nervoso svolge le sue funzioni. Inoltre, gli studenti applicheranno poi le suddette conoscenze allo studio dei tessuti e dei sistemi neuronali quando vengono alterati in condizioni patologiche
3)Autonomia di giudizio (making judgements): il corso offre collegamenti con altre discipline del percorso di Laurea fornendo una conoscenza integrata, attuale e dinamica, suscettibile di approfondimenti specifici quali: a) lettura di materiale scientifico reperito attraverso ricerca per parole chiave e anche fornito e condiviso con i discenti su google-drive; b) possibilità di lavorare sul materiale power point della lezione reso completamente disponibile dal docente; c) possibilità di partecipare a seminari a tema organizzati dal docente
4) Abilità comunicative (communication skills): durante le lezioni gli studenti sono invitati a fornire la loro opinione ed a studiare in gruppo per sviluppare le loro abilità comunicative. Tali abilità sono poi verificate in occasione delle prove di esame in itinere ed al termine delle attività formative.
5) Capacità di apprendere (learning skills): gli studenti dovranno essere in grado di descrivere temi scientifici inerenti alla funzione del neurone e alla sua capacità di interagire nel tessuto e nei sistemi neuronali per comprendere come funziona ed agisce il sistema nervoso. Per considerare valido l'apprendimento degli obiettivi, verrà presa in considerazione la capacità non solo di conoscere gli argomenti del programma proposto, ma anche di collegare i vari argomenti del programma, di esprimerli mediante gli specifici termini e di applicarli a tematiche affini. Tale valutazioni saranno sviluppate mediante il coinvolgimento attivo degli studenti negli approfondimenti degli argomenti del corso

Scheda Docente

Programma del corso

Cenni di anatomia dell'encefalo e del midollo spinale
Neurogenesi embrionale ed adulta, dendritogenesi, sinaptogenesi ed organizzazione neuronale nel CNS
Modelli di colture neuronali
Basi molecolari della plasticità sinaptica per la formazione dei circuiti neurali nell'apprendimento e nella memoria
Aspetti molecolari e cellulari delle patologie del neurosviluppo e neurodegenerative

Modalità Esame

Prova orale: le domande verteranno sulla conoscenza delle definizioni acquisite, sulla capacità di connetterle tra loro, sulla capacità di esporle usando termini appropriati e di collegarle ad argomenti affini

Testi adottati

"Neuroscienze" Purves D. Zanichelli

"Principi di Neuroscienze". Kandel Ambrosiana

Modalità di svolgimento

Lezioni frontali in aula supportate da presentazioni in PowerPoint con figure, schemi di processo e video. A distanza gli studenti hanno accesso a tutto il materiale (moodle, google drive, con link presente alla voce testi). Un’ora di lezione pratica con il microscopio è stata inserita per permettere allo studente un primo approccio pratico all’istologia. Per le attività di didattica frontale sono previste 48 ore.

Modalità di frequenza

Frequenza facoltativa

Bibliografia

Vedi testi raccomandati

BIOLOGIA MOLECOLARE AVANZATA

SARA RINALDUCCI

Secondo Semestre6BIO/11ita

Obiettivi formativi

Il corso si propone di fornire adeguate conoscenze per la comprensione dei meccanismi biochimici e molecolari responsabili della trasduzione dei segnali extracellulari e delle possibili connessioni tra tali eventi e la dinamica nucleare. Verranno inoltre analizzati in maniera approfondita i meccanismi di regolazione dell’espressione genica in alcuni sistemi modello, prestando attenzione alle possibili implicazioni evolutive. Particolare rilievo verrà dato alle strategie regolative post-trascrizionali nelle quali sono coinvolti RNA non codificanti.
Risultati dell'apprendimento attesi
CONOSCENZA E CAPACITÀ DI COMPRENSIONE. Acquisire conoscenze approfondite sulle interazioni tra proteine e proteine (alla base della comunicazione intracellulare), e tra acidi nucleici e proteine (alla base del controllo dell’espressione genica). Possedere nozioni aggiornate sul ruolo degli RNA catalitici e regolatori.
CAPACITÀ DI APPLICARE CONOSCENZA E COMPRENSIONE. Essere in grado di correlare la struttura tridimensionale di proteine e acidi nucleici con le loro funzioni biologiche. Possedere la capacità di traslare le conoscenze più recenti della biologia molecolare in alcuni ambiti applicativi, come quello biomedico.
AUTONOMIA DI GIUDIZIO. Conseguire una più ampia conoscenza dei meccanismi molecolari alla base della vita, insieme alla capacità di discutere il loro ruolo. Acquisire l'autonomia necessaria per l'allineamento delle conoscenze scientifiche acquisite agli avanzamenti della ricerca biologica.
ABILITÀ COMUNICATIVE. Dimostrare di avere padronanza delle competenze acquisite e di saperle trasmettere in maniera adeguata. Sviluppare la capacità di utilizzo della corretta terminologia.
CAPACITÀ DI APPRENDIMENTO. Essere in grado di afferrare, rielaborare e discutere i temi scientifici affrontati a lezione, anche nei loro risvolti applicativi.

Scheda Docente

Programma del corso

TRASDUZIONE DEL SEGNALE: VIE DI SEGNALAZIONE CHE CONTROLLANO L’ATTIVITÀ DEI GENI. Recettori di membrana monopasso. Tyr-chinasi. Proteine adattatrici. Domini di interazione proteica (SH2, SH3, PTB, WW, PH, PDZ etc.). Le vie di trasduzione dalla membrana al nucleo: Src, Ras, MAPKs, PI-3K. La via di segnalazione TGFβ/Smad. Recettori delle citochine e la via JAK/STAT. Recettori di superficie multipasso. Attivazione di CREB via PKA e AMPc. Pathways di segnalazione Wnt/β-catenina e NFkB.

MECCANISMI DI MODIFICAZIONE E CONTROLLO DELL’ESPRESSIONE GENICA. Dettagli sulla regolazione genica del fago lambda. Nucleosomi, istoni e modificazioni post-traduzionali (HATs, HDACs, HKMTs, PRMTs). Bromodomini, cromodomini, domini TUDOR e PHD finger. Complessi di rimodellamento della cromatina. Repressori, attivatori: domini strutturali. Caso del gene Gal1. Geni regolatori dell’informazione silente (Sir) in lievito. Controllo combinatorio dei geni del mating type. Proteine nucleari non istoniche HMG (High Mobility Group). Gene dell’interferone-β umano e reclutamento dell’enhanceosoma. Biologia molecolare del virus HIV.

GLI RNA CATALITICI E REGOLATORI. Introni di tipo I e II. Ribozimi e Riboswitch. Interferenza ad RNA. siRNAs. Biogenesi e funzioni dei microRNAs. Drosha, Pasha, complesso esportina-RanGTP, Dicer, gli argonauti, RISC. rasiRNAs. Silenziamento genico, complesso RITS. Tecnologia mirMASA.

Modalità Esame

L’esame consisterà in un colloquio con domande aperte (minimo tre) sugli argomenti trattati durante il corso. Verrà accertata l'acquisizione dei dettagli molecolari inerenti alle principali vie di trasduzione del segnale, ai meccanismi di regolazione dell’espressione genica in organismi semplici e complessi, e alla funzione degli RNA catalitici e regolatori (livelli di conoscenza: superficiale, appropriato, preciso e completo, completo e approfondito). Verranno inoltre verificate le capacità di analisi, di sintesi e di autonomi collegamenti intra- ed interdisciplinari (livelli: sufficiente, buono, ottimo). Nella valutazione della prova e nell’attribuzione del voto finale si terrà conto anche della padronanza di espressione (livelli: esposizione carente, semplice, chiara e corretta, sicura e corretta).

Testi adottati

Testi consigliati:
Biologia Molecolare della Cellula, Lodish et al., 2009-Zanichelli.
Biologia Molecolare del Gene, Watson J.D. et al., sesta edizione, 2009-Zanichelli
Geni e Segnali, Ptashne-Gann, 2004-Zanichelli
Regolazione genica, Ptashne, 2006-Zanichelli
Il Gene, Lewin et al., 2011-Zanichelli.

Modalità di svolgimento

Il corso è strutturato in lezioni teoriche frontali per 48 ore complessive di didattica (6 CFU). Le lezioni si svolgono settimanalmente in aula mediante l’ausilio di presentazioni power-point con illustrazioni grafiche e video.

Modalità di frequenza

La frequenza alle lezioni non è obbligatoria, ma fortemente consigliata

Bibliografia

Il materiale didattico si renderà disponibile sulla piattaforma Moodle. Gli studenti non frequentanti sono incoraggiati a contattare il docente per avere informazioni sul programma e su eventuale bibliografia aggiuntiva.

119652 - PROVA FINALE

Secondo Semestre 30ita

Obiettivi formativi

L’insegnamento di BIOFISICA APPLICATA E NANOSCIENZE intende fornire agli studenti conoscenze di base nell’ambito della biofisica molecolare e di alcune tecniche spettroscopiche e nanotecnologiche avanzate per applicazioni in campo biosensoristico.
1) Conoscenza e capacità di comprensione
Conoscenza dei principi fondamentali della biofisica molecolare principalmente rivolte ai processi di bioriconoscimento molecolare. Conoscenza delle basi teoriche e sperimentali di alcune tecniche spettroscopiche e nanotecnologiche avanzate per lo studio delle proprietà strutturali, dinamiche e di interazione di sistemi biologici. Conoscenza delle tecniche di analisi quantitativa dei dati sperimentali in relazione alle tecniche sperimentali introdotte e di tools bioinformatici con particolare attenzione ai processi di bioriconoscimento.
2) Conoscenza e capacità di comprensione applicate
Al termine del corso gli studenti dovranno aver acquisito una serie di conoscenze e di abilità che potranno mettere in pratica durante le esercitazioni sperimentali. Gli studenti verranno anche invitati ad analizzare i dati sperimentali ottenuti facendo uso delle procedure e dei metodi di analisi presentati nella parte teorica.
3) Autonomia di giudizio
Durante il corso gli studenti verranno stimolati a discutere in modo critico gli argomenti presentati cercando anche collegamenti con le conoscenze pregresse. Inoltre gli studenti verranno invitati a proporre e progettare possibili sviluppi dell’attività sperimentale svolta e della relativa analisi dati.
4) Abilità comunicative
Durante le lezioni gli studenti saranno invitati a manifestare gli eventuali dubbi e a presentare la loro visione degli argomenti in discussione cosi’ da sviluppare le loro abilità comunicative. Inoltre, durante l’attività sperimentale, gli studenti verranno invitati a lavorare in gruppo cosi’ da sviluppare la capacità di confrontarsi con gli altri e di lavorare in team. Infine, attraverso un seminario che costituirà una parte della prova di esame, verranno verificate le capacità di presentare, in modo sintetico, rigoroso ed efficace, un articolo scientifico.
5) Capacità di apprendere
Gli studenti verranno stimolati ad acquisire la capacità di eseguire in modo consapevole e critico i diversi passaggi che costituiranno le esercitazioni sperimentali. Inoltre, dovranno essere in grado di presentare gli argomenti centrali del corso, mettendo anche in relazione i vari argomenti tra di loro. Tale abilità verrà anche stimolata mediante il coinvolgimento attivo degli studenti mediante discussioni orali in aula e durante le ore dedicate alle esercitazioni pratiche.

Scheda Docente

Programma del corso

Il programma del corso di Biofisica Applicata e Nanoscienze e’ centrato sull’acquisizione, da parte degli studenti, di conoscenze e capacità al fine di affrontare al meglio le vaste problematiche attuali della biologia. Diverse tecniche sperimentali, alcune delle quali innovative, verranno presentate congiuntamente ad applicazioni a vari sistemi biologici (proteine, DNA, RNA, e cellule) prese dalla letteratura recente. Inoltre, come parte centrale del corso, verranno svolte dagli studenti delle esercitazioni sperimentali in laboratorio; i dati ottenuti saranno quindi analizzati e discussi.
Di seguito sono riportate le tecniche che saranno presentate e le relative esercitazioni.
• Teoria ed applicazioni della Spettroscopia ottica di assorbimento. Esercitazioni in laboratorio.
• Teoria ed applicazioni di Fluorescenza statica e risolta in tempo, Foester Resonance Energy Transfer (FRET). Esercitazioni in laboratorio.
• Teoria ed applicazioni dello scattering Raman e Surface Enhanced Raman Spectroscopy (SERS).
• Teoria ed applicazioni della Risonanza Plasmonica di Superficie (SPR) per lo studio della cinetica di interazione tra biomolecole. Esercitazioni in laboratorio.
• Tecniche di nanoscopia, (Microscopia e Spettroscopia a Forza Atomica (AFM ed AFS)). Esercitazioni in laboratorio di imaging mediante AFM.
• Elementi di modelling di processi biologici. Esercitazioni pratiche al computer.
• Elementi di bio- e nano-sensoristica per la rivelazione di biomolecole (proteine, DNA e RNA) a bassa concentrazione. Esercitazioni in laboratorio.

Modalità Esame

L'esame consiste in un seminario formale su una tecnica di indagine, sperimentale o teorica, a scelta dello studente, e concordata con il docente,
L'argomento del seminario, dovrà collocarsi nell'ambito di quanto sviluppato durante il corso, approfondento una tecnica già vista o presentandone una nuova. Successivamente verrà svolta una prova orale sugli argomenti del programma.

Testi adottati

Oltre alle diapositive relative al corso
- J.P Allen “Biophysical Chemistry” Wiley-Blackwell

Modalità di svolgimento

Il corso comprende lezioni frontali ed esercitazioni in laboratorio sul alcune delle tecniche presentate a lezione

Modalità di frequenza

La frequenza e' obbligatoria per quanto riguarda la parte in Laboratorio

Bibliografia

- D.A. Skoog, F.J. Holler, T.A. Nieman: “Principles of instrumental analysis”. Harcourt Brace & Company

Obiettivi formativi

Scopo del corso è fornire agli studenti le informazioni necessarie alla comprensione della biologia e diversità del Regno dei Funghi che rimane uno dei gap principali nelle conoscenze di un Biologo. Capire l'importanza di questi organismi nel mantenimento dell'equilibrio di qualunque ecosistema, l'importanza della loro interazione con tutti gli altri compartimenti del biota, i meccanismi di riproduzione alla base della loro conservazione. Approfondire le strategie di adattamento a diversi ambienti, inclusi quelli estremi, e le notevoli capacità metaboliche per comprendere le potenzialità applicative in campo biotecnologico, medico ed ambientale. Tutte queste conoscenze sono un requisito indispensabile per la comprensione del loro ruolo nell’ecosistema terra e del mantenimento dei suoi equilibri anche in vista dei rischi connessi ai grandi cambiamenti ambientali in atto.
RISULTATI DI APPRENDIMENTO ATTESI
1) Conoscenza e capacità di comprensione. Aver sviluppato la conoscenza della biodiversità di questi organismi e delle loro caratteristiche morfologiche e fisiologiche, risultanti dall’adattamento a specifiche e diverse condizioni ambientali. Le loro enormi potenzialità in campo biotecnologico, medico ed ambientale.
2) Conoscenza e capacità di comprensione applicate. Saper utilizzare le nozioni apprese a lezione e sviluppate nelle esercitazioni per interpretare eventuali alterazioni morfo-funzionali dovute a variazioni dei parametri ambientali. Aver sviluppato la capacità di elaborare dati molecolari ed organizzare il workflow per un'analisi filogenetica
3) Autonomia di giudizio. Essere in grado di formulare ipotesi in risposta ad eventuali problemi.
4) Abilità comunicative. Verrà stimolata la acquisizione da parte degli studenti di una terminologia scientificamente corretta relativa agli argomenti trattati.
5) Capacità di apprendimento. Essere in grado di stimolare con esercitazioni la curiosità e la conoscenza dei Funghi.

Scheda Docente

Programma del corso

PROGRAMMA LEZIONI FRONTALI:

Regno funghi, definizione, circoscrizione classica e attuale. origine ed evoluzione.
Biologia ed ecologia: La cellula fungina (caratteristiche differenziali rispetto alla cellula vegetale, parete, sostanze di riserva, organuli peculiari, setti. Differenziamento, struttura e crescita. Spore. Sporogenesi e dispersione. Tropismi, condizioni ambientali per la crescita. Principali vie metaboliche, metaboliti primari e secondari. Riproduzione e cicli vitali. Fasi anamorfe e teleomorfe. Eterocariosi e parasessualità.
Ecologia: Funghi simbionti, parassiti e saprotrofi. Successioni.
Sistematica: approccio fenetico e cladistico. Caratteri apomorfi e plesiomorfi, concetti di omologia, analogia e omoplasia; metodi di studio della filogenesi (approcci morfologici, paleontologici, biochimici e genetico-molecolari); filosofie sistematiche; Costruzione di alberi filogenetici; nodi, internodi OTU, cladi e gradi; monofilia, polifilia e parafilia. Concetto di outgroup.
Filogenesi molecolare: Cenni di tecniche RFLP (Restriction Fragment Lenght Polymorphism), RADP (Randomly Amplified Polymorphic DNA) ed AFLP (Amplified Fragments Lenght Polymorphism). Sequenziamento: caratteristiche dei markers molecolari. I geni ribosomali. Allineamento. Inferenza filogenetica da sequenze molecolari: distance methods e discrete methods. Bootstrapping.
Filogenesi e caratteristiche dei Phyla e subphyla del Regno Fungi.

PROGRAMMA ESERCITAZIONI DI LABORATORIO:

Riconoscimento di una selezione di funghi rappresentativi dei diversi gruppi sistematici.
Tecniche di filogenesi molecolare. Estrazione DNA da ceppi fungini selezionati; amplificazione di porzioni geniche ribosomali. Elettroforesi su gel di agarosio. Sequenziamento, proofreading delle sequenze con programmi dedicati. Confronto delle sequenze ottenute con quelle depositate nelle banche dati in rete (NCBI). Allineamento. Costruzione alberi con l'uso di diversi algoritmi (Neigbour Joining, Maximum Likelyhood).

Modalità Esame

Lo studente avrà la possibilità di sostenere l'esame in due esoneri scritti, uno verrà somministrato nella settimana di interruzione didattica e riguarderà la prima parte del programma (Biologia dei funghi), il secondo verrà somministrato a chiusura corso e verterà sulla seconda parte del programma (Sistematica e filogenesi). Per chi avrà superato
Per chi non intendesse sostenere gli esoneri scritti, ci sarà la possibilità si sostenere l'intero esame in forma orale.

Testi adottati

Gams W. et al., 2001. CBS Course of Mycology. Centraalbureau voor Schimmelcultures, Utrecht, The Netherlands.
CBS Laboratory Manual for Fungal Biodiversity. CBS Fungal Biodiversity Centre 2009.
Deacon J. W. 2000. Micologia moderna. Calderini ed agricole.
Deacon J. W. 2005. Fungal Biology. 4th edition Blackwell.
Appunti dalle lezioni e materiale bibliografico saranno distribuiti dal docente e caricati sulla piattaforma Moodle.

Modalità di svolgimento

Le lezioni frontali potranno eventualmente somministrate in remoto o modalità mista qualora le normative Covid-19 dovessero renderlo necessario.

Modalità di frequenza

Il corso prevede lezioni frontali, esercitazioni di laboratorio e esercitazioni di analisi filogenetica al computer. La frequenza non è obbligatoria

Bibliografia

Gams W. et al., 2001. CBS Course of Mycology. Centraalbureau voor Schimmelcultures, Utrecht, The Netherlands.
CBS Laboratory Manual for Fungal Biodiversity. CBS Fungal Biodiversity Centre 2009.
Deacon J. W. 2000. Micologia moderna. Calderini ed agricole.
Deacon J. W. 2005. Fungal Biology. 4th edition Blackwell.
Appunti dalle lezioni e materiale bibliografico saranno distribuiti dal docente e caricati sulla piattaforma Moodle.

Obiettivi formativi

Obiettivi formativi
L'insegnamento ha come obiettivo principale quello di fornire agli studenti le basi per: 1) comprendere i processi fondamentali alla base della biofotonica; 2) affrontare la caratterizzazione di sistemi di interesse biologico con le metodologie introdotte, utilizzando le opportune metodologie di analisi dei dati.

Risultati apprendimento attesi
CONOSCENZA E CAPACITÀ DI COMPRENSIONE (knowledge and understanding)
Al termine di questa attività didattica, in un contesto di esercitazione o esame, lo studente dovrà dimostrare di aver acquisito la conoscenza degli elementi base della biofotonica, delle tecniche introdotte durante il corso e della relativa analisi dei dati.

CAPACITÀ DI APPLICARE CONOSCENZA E COMPRENSIONE (applying knowledge and understanding)
Al termine di questa attività didattica, lo studente dovrà dimostrare di essere in grado di saper utilizzare ed analizzare i risultati delle principali tecnologie di imaging ottico e spettroscopico per la caratterizzazione dei sistemi biologici e di conoscere le applicazioni rilevanti in campo biologico e di saper scegliere, tra gli approcci introdotti, quelli più adatti per risolvere i problemi di interesse, analizzando in maniera critica i risultati.

AUTONOMIA DI GIUDIZIO (making judgements)
Al termine dell’attività formativa la persona dovrà essere in grado di valutare le potenzialità delle tecniche di imaging e spettroscopia ottica per analizzare i processi di interesse e di analizzare ed interpretare i risultati sperimentali ottenuti e discuterli in maniera logica.

ABILITA’ COMUNICATIVE (communication skills)
Lo studente dovrà dimostrare di essere in grado di aver acquisito le necessarie abilità comunicative per divulgare i risultati degli esperimenti e delle analisi condotte utilizzando adeguate forme comunicative basate anche sull’utilizzo di strumenti informatici in funzione della tipologia degli interlocutori.

CAPACITÀ DI APPRENDIMENTO (learning skills)
Al termine di quest’attività formativa, lo studente dovrà dimostrare di essere in grado di utilizzare le conoscenze apprese per investigare sistemi e fenomeni di interesse, diversi da quelli presi in considerazione durante il corso.

Scheda Docente

Programma del corso

1) Richiami di Ottica Classica; proprietà ottiche dei materiali; Indice di rifrazione complesso.
2) Interazione radiazione elettromagnetica -materia: emissione, assorbimento, scattering.
3) Strumentazione: sorgenti radiazione elettromagnetica UV/VIS/IR (lampade a scarica, LED, LASER), sistemi per la manipolazione della radiazione elettromagnetica UV/VIS/IR e per l’analisi spettrale, sistemi di rivelazione della radiazione.
4) Microscopio ottico; limite di risoluzione; tecniche di microscopia ottica (campo chiaro, campo scuro, polarizzazione, contrasto di fase).
5) Microscopia a fluorescenza; microscopia confocale, Fluorofori e loro spettri di assorbimento ed emissione.
6) Spettroscopie e micro-spettroscopie vibrazionali: Raman, Brillouin ed FT-IR.
7) Metodi ottici per la caratterizzazione delle dimensioni di nanomateriali e sistemi biologici: dynamic light scattering e particle tracking.
8) Cenni di microscopie a super-risoluzione e metodi complementari e correlativi, tra cui STED, STORM, ExM-STED, STED-AFM
9) Rumore e metodi di riduzione dello stesso
10) Analisi quantitativa degli spettri e delle immagini al microscopio (mediante ImageJ o altro software).
In tutti i casi gli argomenti saranno trattati con ampi riferimenti ad applicazioni in campo biomedico. Le esercitazioni partiche saranno svolte su alcune delle microscopie presentate (tra microscopia ottica, microscopia a fluorescenza, microspettroscopie vibrazionali).

Modalità Esame

Valutazione del profitto
La valutazione del profitto avviene mediante:
- partecipazione, con profitto, alle attività pratiche che si svolgono durante il corso.
- una prova orale volta a verificare la completezza delle conoscenze sugli argomenti del programma.

Descrizione dei metodi di accertamento
L'esame si svolge nelle forme stabilite dall'art. 23 del Regolamento Didattico di Ateneo. Del suo svolgimento viene redatto apposito verbale, sottoscritto dal Presidente e dai membri della commissione e dallo studente esaminato. Il voto è espresso in trentesimi, con eventuale lode. Il superamento dell'esame presuppone il conferimento di un voto non inferiore ai diciotto/trentesimi e comporta l'attribuzione dei corrispondenti crediti formativi universitari.
Nella valutazione delle prova e nell’attribuzione del voto finale si terrà conto: del livello di conoscenza dei contenuti dimostrato (superficiale, appropriato, preciso e completo, completo e approfondito), della capacità di applicare i concetti teorici (errori nell'applicare i concetti, discreta, buona, ben consolidata), della capacità di analisi, di sintesi e di collegamenti interdisciplinari (sufficiente, buona, ottima), della capacità di senso critico e di formulazione di giudizi (sufficiente, buona, ottima), della padronanza di espressione (esposizione carente, semplice, chiara e corretta, sicura e corretta).
Per accertare le competenze, l'esame prevede una prova pratica (o la partecipazione, con profitto, alle attività pratiche che si svolgono durante il corso) ed una successiva prova orale.
L'ammissione alla prova orale è subordinata al conseguimento della sufficienza nella prova pratica (o negli elaborati svolti in relazione alle esercitazioni seguite). Alla prova orale viene attribuito un voto in trentesimi. Il voto finale deriverà dalla media dei voti risultanti dalla prova pratica/esercitazioni e dalla prova orale.
Il superamento della prova pratica (o la partecipazione, con profitto, alle attività di laboratorio che si svolgono durante il corso) vale per tutta la durata della carriera dello studente.

Nella stessa sessione si può partecipare ad appelli per la prova scritta tra cui intercorrano almeno 15 gg.

Testi adottati

Si farà riferimento ai seguenti testi per specifici argomenti trattati:
1) P. N. Prasad “Introduction to Biophotonics” John Wiley & Sons, Inc.
2) I. N. Serdyuk, N. R. Zaccai, J. Zaccai “Methods in Molecular Biophysics” Cambridge University Press.
Inoltre il materiale didattico sarà consigliato e/o messo a disposizione dal docente.

Modalità di svolgimento

Il corso prevede:
- 32 ore di lezioni frontali.
- 16 ore di lezioni frontali ad alto contenuto pratico (da svolgere anche in laboratorio) durante le quali verranno svolti esperimenti ed esercitazioni sugli argomenti trattati a lezione anche utilizzando un apposito software per la relativa analisi dati.

Modalità di frequenza

E’ obbligatoria la frequenza delle esercitazioni/lezioni pratiche per le quali il calendario viene definito durante le lezioni.

Bibliografia

Si farà riferimento ai seguenti testi per specifici argomenti trattati:
1) P. N. Prasad “Introduction to Biophotonics” John Wiley & Sons, Inc.
2) I. N. Serdyuk, N. R. Zaccai, J. Zaccai “Methods in Molecular Biophysics” Cambridge University Press.
Inoltre il materiale didattico sarà consigliato e/o messo a disposizione dal docente.

Obiettivi formativi

Il corso si propone di fornire le conoscenze di base su come funzionano i neuroni ed interagiscono tra loro e come sono organizzati nel tessuto neuronale, fornendo un quadro sull’attività del sistema neuronale in termini di aspetti genetici, biochimici e molecolari.
1) Conoscenza e capacità di comprensione (knowledge and understanding): conoscenza dei principi di biologia del neurone e della sua organizzazione nei sistemi neuronali (Periferico e Centrale). Conoscenze dei principi della generazione dei neuroni e della loro integrazione nei sistemi neuronali in formazione. Conoscenze di base molecolari e bioinformatiche dei circuiti neuronali per la comprensione del funzionamento del sistema neuronale
2) Conoscenza e capacità di comprensione applicate (applying knowledge and understanding): le conoscenze di base acquisite attraverso lo studio della neurobiologia cellulare, permetteranno agli studenti di comprendere come il sistema nervoso svolge le sue funzioni. Inoltre, gli studenti applicheranno poi le suddette conoscenze allo studio dei tessuti e dei sistemi neuronali quando vengono alterati in condizioni patologiche
3)Autonomia di giudizio (making judgements): il corso offre collegamenti con altre discipline del percorso di Laurea fornendo una conoscenza integrata, attuale e dinamica, suscettibile di approfondimenti specifici quali: a) lettura di materiale scientifico reperito attraverso ricerca per parole chiave e anche fornito e condiviso con i discenti su google-drive; b) possibilità di lavorare sul materiale power point della lezione reso completamente disponibile dal docente; c) possibilità di partecipare a seminari a tema organizzati dal docente
4) Abilità comunicative (communication skills): durante le lezioni gli studenti sono invitati a fornire la loro opinione ed a studiare in gruppo per sviluppare le loro abilità comunicative. Tali abilità sono poi verificate in occasione delle prove di esame in itinere ed al termine delle attività formative.
5) Capacità di apprendere (learning skills): gli studenti dovranno essere in grado di descrivere temi scientifici inerenti alla funzione del neurone e alla sua capacità di interagire nel tessuto e nei sistemi neuronali per comprendere come funziona ed agisce il sistema nervoso. Per considerare valido l'apprendimento degli obiettivi, verrà presa in considerazione la capacità non solo di conoscere gli argomenti del programma proposto, ma anche di collegare i vari argomenti del programma, di esprimerli mediante gli specifici termini e di applicarli a tematiche affini. Tale valutazioni saranno sviluppate mediante il coinvolgimento attivo degli studenti negli approfondimenti degli argomenti del corso

Scheda Docente

Programma del corso

Cenni di anatomia dell'encefalo e del midollo spinale
Neurogenesi embrionale ed adulta, dendritogenesi, sinaptogenesi ed organizzazione neuronale nel CNS
Modelli di colture neuronali
Basi molecolari della plasticità sinaptica per la formazione dei circuiti neurali nell'apprendimento e nella memoria
Aspetti molecolari e cellulari delle patologie del neurosviluppo e neurodegenerative

Modalità Esame

Prova orale: le domande verteranno sulla conoscenza delle definizioni acquisite, sulla capacità di connetterle tra loro, sulla capacità di esporle usando termini appropriati e di collegarle ad argomenti affini

Testi adottati

"Neuroscienze" Purves D. Zanichelli

"Principi di Neuroscienze". Kandel Ambrosiana

Modalità di svolgimento

Lezioni frontali in aula supportate da presentazioni in PowerPoint con figure, schemi di processo e video. A distanza gli studenti hanno accesso a tutto il materiale (moodle, google drive, con link presente alla voce testi). Un’ora di lezione pratica con il microscopio è stata inserita per permettere allo studente un primo approccio pratico all’istologia. Per le attività di didattica frontale sono previste 48 ore.

Modalità di frequenza

Frequenza facoltativa

Bibliografia

Vedi testi raccomandati

Obiettivi formativi

Il corso si propone di fornire adeguate conoscenze per la comprensione dei meccanismi biochimici e molecolari responsabili della trasduzione dei segnali extracellulari e delle possibili connessioni tra tali eventi e la dinamica nucleare. Verranno inoltre analizzati in maniera approfondita i meccanismi di regolazione dell’espressione genica in alcuni sistemi modello, prestando attenzione alle possibili implicazioni evolutive. Particolare rilievo verrà dato alle strategie regolative post-trascrizionali nelle quali sono coinvolti RNA non codificanti.
Risultati dell'apprendimento attesi
CONOSCENZA E CAPACITÀ DI COMPRENSIONE. Acquisire conoscenze approfondite sulle interazioni tra proteine e proteine (alla base della comunicazione intracellulare), e tra acidi nucleici e proteine (alla base del controllo dell’espressione genica). Possedere nozioni aggiornate sul ruolo degli RNA catalitici e regolatori.
CAPACITÀ DI APPLICARE CONOSCENZA E COMPRENSIONE. Essere in grado di correlare la struttura tridimensionale di proteine e acidi nucleici con le loro funzioni biologiche. Possedere la capacità di traslare le conoscenze più recenti della biologia molecolare in alcuni ambiti applicativi, come quello biomedico.
AUTONOMIA DI GIUDIZIO. Conseguire una più ampia conoscenza dei meccanismi molecolari alla base della vita, insieme alla capacità di discutere il loro ruolo. Acquisire l'autonomia necessaria per l'allineamento delle conoscenze scientifiche acquisite agli avanzamenti della ricerca biologica.
ABILITÀ COMUNICATIVE. Dimostrare di avere padronanza delle competenze acquisite e di saperle trasmettere in maniera adeguata. Sviluppare la capacità di utilizzo della corretta terminologia.
CAPACITÀ DI APPRENDIMENTO. Essere in grado di afferrare, rielaborare e discutere i temi scientifici affrontati a lezione, anche nei loro risvolti applicativi.

Scheda Docente

Programma del corso

TRASDUZIONE DEL SEGNALE: VIE DI SEGNALAZIONE CHE CONTROLLANO L’ATTIVITÀ DEI GENI. Recettori di membrana monopasso. Tyr-chinasi. Proteine adattatrici. Domini di interazione proteica (SH2, SH3, PTB, WW, PH, PDZ etc.). Le vie di trasduzione dalla membrana al nucleo: Src, Ras, MAPKs, PI-3K. La via di segnalazione TGFβ/Smad. Recettori delle citochine e la via JAK/STAT. Recettori di superficie multipasso. Attivazione di CREB via PKA e AMPc. Pathways di segnalazione Wnt/β-catenina e NFkB.

MECCANISMI DI MODIFICAZIONE E CONTROLLO DELL’ESPRESSIONE GENICA. Dettagli sulla regolazione genica del fago lambda. Nucleosomi, istoni e modificazioni post-traduzionali (HATs, HDACs, HKMTs, PRMTs). Bromodomini, cromodomini, domini TUDOR e PHD finger. Complessi di rimodellamento della cromatina. Repressori, attivatori: domini strutturali. Caso del gene Gal1. Geni regolatori dell’informazione silente (Sir) in lievito. Controllo combinatorio dei geni del mating type. Proteine nucleari non istoniche HMG (High Mobility Group). Gene dell’interferone-β umano e reclutamento dell’enhanceosoma. Biologia molecolare del virus HIV.

GLI RNA CATALITICI E REGOLATORI. Introni di tipo I e II. Ribozimi e Riboswitch. Interferenza ad RNA. siRNAs. Biogenesi e funzioni dei microRNAs. Drosha, Pasha, complesso esportina-RanGTP, Dicer, gli argonauti, RISC. rasiRNAs. Silenziamento genico, complesso RITS. Tecnologia mirMASA.

Modalità Esame

L’esame consisterà in un colloquio con domande aperte (minimo tre) sugli argomenti trattati durante il corso. Verrà accertata l'acquisizione dei dettagli molecolari inerenti alle principali vie di trasduzione del segnale, ai meccanismi di regolazione dell’espressione genica in organismi semplici e complessi, e alla funzione degli RNA catalitici e regolatori (livelli di conoscenza: superficiale, appropriato, preciso e completo, completo e approfondito). Verranno inoltre verificate le capacità di analisi, di sintesi e di autonomi collegamenti intra- ed interdisciplinari (livelli: sufficiente, buono, ottimo). Nella valutazione della prova e nell’attribuzione del voto finale si terrà conto anche della padronanza di espressione (livelli: esposizione carente, semplice, chiara e corretta, sicura e corretta).

Testi adottati

Testi consigliati:
Biologia Molecolare della Cellula, Lodish et al., 2009-Zanichelli.
Biologia Molecolare del Gene, Watson J.D. et al., sesta edizione, 2009-Zanichelli
Geni e Segnali, Ptashne-Gann, 2004-Zanichelli
Regolazione genica, Ptashne, 2006-Zanichelli
Il Gene, Lewin et al., 2011-Zanichelli.

Modalità di svolgimento

Il corso è strutturato in lezioni teoriche frontali per 48 ore complessive di didattica (6 CFU). Le lezioni si svolgono settimanalmente in aula mediante l’ausilio di presentazioni power-point con illustrazioni grafiche e video.

Modalità di frequenza

La frequenza alle lezioni non è obbligatoria, ma fortemente consigliata

Bibliografia

Il materiale didattico si renderà disponibile sulla piattaforma Moodle. Gli studenti non frequentanti sono incoraggiati a contattare il docente per avere informazioni sul programma e su eventuale bibliografia aggiuntiva.

GRUPPI INSEGNAMENTI A SCELTAANNO/SEMESTRECFUSSDLINGUA
OPZIONALI TAR CUI SCEGLIERE N.1 ESAME CHE DIVENTA OBBLIGATORIO -6 - -
119654 - BIOFISICA APPLICATA E NANOSCIENZE

ANNA RITA BIZZARRI

Secondo Anno / Primo Semestre 6FIS/07ita
119650 - MICOLOGIA GENERALE ED APPLICATA

LAURA SELBMANN

Secondo Anno / Primo Semestre 6BIO/03ita
119947 - BIOFOTONICA

INES DELFINO

Secondo Anno / Primo Semestre 6FIS/07ita
119649 - NEUROBIOLOGIA SPERIMENTALE

MARCELLO CECI

Secondo Anno / Secondo Semestre 6BIO/06ita
119651 - BIOLOGIA MOLECOLARE AVANZATA

SARA RINALDUCCI

Secondo Anno / Secondo Semestre 6BIO/11ita